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Coordonnées neuronales de C.elegans


Existe-t-il une liste de coordonnées neuronales pour C.elegans? J'en ai besoin pour construire un modèle 3D.

Mettre à jour: Ce qui est disponible en ce moment est :

  • connectome complet par exemple, à openconnectome ;
  • description des neurones avec des images de position relative au wormatlas ;
  • Données de position 2D au connecteur dynamique.

Mise à jour 2 :

J'ai créé un modèle 3D très simple composé de trois couches (gauche, droite et centre) basé sur des étiquettes de neurones. Cela ne doit pas être considéré comme un véritable biologique, mais mieux que rien. Le code et les données sont sur github.

Clarification:

La question est toujours là, j'ai fourni un modèle très basique et tout le monde est invité à l'utiliser. Mais il serait toujours intéressant d'obtenir des résultats expérimentaux. Je garderai la question ouverte au cas où quelqu'un pourrait partager les données.


L'Atlas des vers que vous avez cité est NE PAS juste un "modèle". Les coordonnées des cellules neuronales ont été déterminées à partir d'une reconstruction 3-D réelle d'un ver basée sur des micrographies électroniques à section mince en série. Les sections en série ont été numérisées manuellement pour permettre l'annotation et l'analyse à l'aide d'infographies. L'annotation (sur une période de plusieurs années) a établi la connectivité synaptique, publiée par John White et al. en 1986 dans les Actes de la Royal Society de Londres.


Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans ( / ˌ s iː n oʊ r æ b ˈ d aɪ t ə s ɛ l ə ɡ æ n s / [6] ) est un nématode libre et transparent d'environ 1 mm de long [7] qui vit dans les sols tempérés. C'est l'espèce type de son genre. [8] Le nom est un mélange du grec caeno- (récent), rhabdite (en forme de tige) [9] et latin elegans (élégant). En 1900, Maupas le nomma initialement Rhabditides elegans. Osche l'a placé dans le sous-genre Caenorhabditis en 1952 et en 1955, Dougherty a élevé Caenorhabditis au statut de genre. [dix]

  • Caenorhabditis elegans var. Bergerac[2] (par exemple la souche BO) [3]
  • Caenorhabditis elegans var. Bristol[4] (par exemple la souche N2) [5]

C. elegans est un pseudocoélomate non segmenté et dépourvu de système respiratoire ou circulatoire. [11] La plupart de ces nématodes sont hermaphrodites et quelques-uns sont des mâles. [12] Les mâles ont des queues spécialisées pour l'accouplement qui incluent des spicules.

En 1963, Sydney Brenner a proposé des recherches sur C. elegans, principalement dans le domaine du développement neuronal. En 1974, il a commencé des recherches sur la biologie moléculaire et du développement de C. elegans, qui a depuis été largement utilisé comme organisme modèle. [13] C'était le premier organisme multicellulaire à avoir séquencé tout son génome, et à partir de 2019, c'est le seul organisme à avoir son connectome (schéma de câblage neuronal) complété. [14] [15] [16]


Introduction

L'identification de la cellule est un processus essentiel dans les vastes domaines de la biologie, notamment les neurosciences et la biologie du développement. Par exemple, l'identification des cellules où un gène est exprimé peut souvent être la première étape de l'analyse des fonctions et des interactions du gène. En outre, les informations d'identité sont nécessaires pour comparer les activités cellulaires entre différents animaux. Afin d'annoter les identités des cellules dans les images microscopiques, les caractéristiques des cellules telles que les positions et les morphologies sont souvent comparées entre les échantillons et un atlas de référence.

Le nématode Caenorhabditis elegans a une propriété unique que toutes les cellules et leurs lignées ont été identifiées chez cet animal [1, 2]. De plus, la morphologie et les connexions entre les 302 neurones chez les hermaphrodites adultes ont également été identifiées par reconstruction en microscopie électronique [3]. Une telle connaissance détaillée ouvre des opportunités uniques en neurosciences au niveau de la cellule unique et du réseau. Les progrès récents des techniques de microscopie permettent également l'imagerie de l'activité cérébrale entière du ver [4,5,6,7,8,9,10,11], même pour les vers libres [12,13,14]. Les activités neuronales ont été obtenues à une résolution unicellulaire, et les identités d'un nombre limité de neurones ont été annotées manuellement dans certaines des études [4,5,6,7,8, 10, 14]. Cependant, il n'y a pas d'approche systématique et complète pour annoter les neurones dans les données d'activité cérébrale entière [12].

Annotation des identités neuronales dans C. elegans est souvent réalisée en fonction des positions des neurones, en particulier pour les animaux larvaires chez lesquels les neurones sont situés à des positions stéréotypées [15, 16]. Cependant, pour les animaux adultes, les positions des corps cellulaires neuronaux sont très variables entre les animaux [12]. Plusieurs informations supplémentaires peuvent être utilisées telles que des marqueurs d'identité cellulaire superposés et des informations morphologiques des neurones. Actuellement, la superposition de marqueurs d'identité cellulaire, tels que des protéines fluorescentes exprimées par des promoteurs spécifiques à la cellule bien caractérisés, est la méthode la plus populaire et la plus fiable pour l'identification neuronale. Par exemple, Serrano-Saiz et al. ont montré que de telles méthodes sont efficaces lorsque le nombre de neurones cibles est limité [17]. Cependant, intégrer cette approche à l'imagerie de l'activité cérébrale globale semble difficile car elle nécessite en principe des marqueurs différents et des canaux fluorescents différents pour chaque neurone. Les informations morphologiques sont également utiles lorsque le nombre de neurones cibles est très limité, mais elles ne sont pas facilement utilisées pour l'imagerie du cerveau entier car les neurones sont distribués de manière dense dans la région de la tête des vers et les informations morphologiques ne peuvent pas être obtenues avec précision.

Plusieurs efforts pour développer des méthodes d'annotation automatique ont été signalés. Afin d'annoter les neurones en fonction de leurs positions, les informations des positions et de leurs variations seront nécessaires. Long et al. [18, 19] ont produit un atlas numérique 3D pour 357 des 558 cellules de plusieurs dizaines d'animaux L1 et des travaux connexes ont également utilisé l'atlas [20, 21]. L'atlas comprend les positions et leurs déviations des noyaux cellulaires des muscles de la paroi corporelle, de l'intestin, des neurones pharyngés et des neurones postérieurs au ganglion rétrovésiculaire, ainsi que d'autres types de cellules. Cependant, les neurones antérieurs au ganglion rétrovésiculaire sont omis en raison de leur distribution dense [19], et l'atlas n'est pas applicable aux neurones de la région de la tête importante pour le traitement de l'information neuronale. Aerni et al. [22] ont rapporté les positions de 154 cellules sur 959 de 25 hermaphrodites adultes, y compris des cellules intestinales, musculaires et hypodermiques, et ont introduit une méthode qui intègre des caractéristiques utiles, notamment des repères fluorescents et des informations morphologiques avec les positions des cellules. Néanmoins, les positions des neurones n'ont pas été rapportées. A notre connaissance, les informations sur les positions des neurones chez les vers adultes ne peuvent être obtenues qu'à partir de l'atlas produit par les travaux de reconstruction EM [3]. Malheureusement, l'atlas blanc n'a pas d'informations sur la variété des positions entre les animaux individuels. De plus, l'atlas peut être déformé en raison des caractéristiques inhérentes aux méthodes de préparation des échantillons pour la microscopie électronique. Ainsi, les données expérimentales des positions des neurones chez les animaux adultes étaient très limitées.

Ici, nous mesurons les positions des neurones chez les animaux adultes en utilisant des promoteurs spécifiques aux cellules et créons un ensemble de données. Nous évaluons les variations des positions et obtenons une combinaison optimale des promoteurs spécifiques aux cellules pour les tâches d'annotation sur la base des informations accumulées sur les positions des cellules. Nos souches optimales permettent une annotation manuelle rationnelle de la plupart des neurones dans la région de la tête d'un animal. Nous développons et validons également un outil d'annotation efficace qui inclut à la fois des fonctionnalités d'annotation automatisée et d'interaction humaine.


2. Lignées cellulaires neuronales et classification des neurones

Le diagramme de lignage de Sulston révèle certaines caractéristiques clés du développement du système nerveux (Figure 2). Comme le montre un rapide coup d'œil sur le diagramme, C. elegans les neurones sont en grande partie dérivés de manière non clonale de nombreuses lignées différentes (lignes rouges sur la figure 2). Certaines sous-branches de la lignée donnent naissance exclusivement à des neurones, mais dans certains cas, les choix neuronaux vs non neuronaux ne sont faits que très tard dans la lignée (quelques exemples sont ombrés en gris sur la figure 2). Par exemple, certaines cellules musculaires sont produites au sein de lignées qui produisent principalement des neurones et vice versa (Sulston et al., 1983) (Figure 2). Cela indique que les cellules précurseurs de ces lignées ne sont pas engagées dans un destin spécifique jusqu'à la division cellulaire terminale. Alternativement, les cellules peuvent être engagées, mais l'engagement peut ne pas être un processus irréversible. Conformément à ce dernier point de vue, une cellule dans C. elegans subit un processus de «transdifférenciation» postmitotique d'un type cellulaire non neuronal à un type cellulaire neuronal (Jarriault et al., 2008).

La nature non clonale, « repas en morceaux » des lignées neuronales, est parallèle à un manque de corrélation entre l'historique de la lignée et les caractéristiques terminales spécifiques des types de neurones. Par exemple, les neurones moteurs du cordon nerveux ventral générés de manière embryonnaire qui appartiennent à des classes anatomiques spécifiques (par exemple, les neuf neurones DA DA1-DA9) présentent peu de relation de lignée les uns avec les autres, de la même manière, les neurones sensoriels amphides impliqués dans la détection des signaux environnementaux dérivent de branches de lignée distinctes ( Sulston et al., 1983). Une autre classification largement appliquée des neurones est basée sur le type de neurotransmetteur produit par un neurone (phénotype du neurotransmetteur). Cependant, C. elegans les neurones avec le même phénotype de neurotransmetteur montrent peu ou pas de relation de lignée (Sulston, 1983) (la figure 2 montre à titre d'exemple la position linéaire des 8 neurones dopaminergiques d'un C. elegans hermaphrodite). Une autre classification des neurones va dans le sens des unités fonctionnelles. Dans le système nerveux de la mouche, les neurones et les cellules de soutien qui forment un sensille sensoriel dérivent d'une sous-lignée commune (Modolell, 1997). Mais encore une fois, les cellules qui forment des types spécifiques de sensilles sensorielles dans C. elegans (neurone, gaine, emboîture) ont rarement une histoire de lignée commune (Sulston, 1983). Les neurones câblés synaptiquement ne montrent également aucune relation de lignée particulière. En raison des migrations cellulaires étendues dans l'embryon en développement, les neurones à proximité directe les uns des autres ne sont pas non plus nécessairement liés linéairement.

Un autre schéma de classification potentiel des neurones est celui du profil moléculaire intrinsèque d'un neurone. Ici encore, des relations complexes avec la lignée neuronale sont évidentes. Des centaines de profils d'expression de gènes basés sur les gènes rapporteurs ont été accumulés avec une résolution de neurone unique depuis que la technologie des gènes rapporteurs a été établie dans C. elegans (Chalfie et al., 1994). Ces journalistes ont généré un panel extrêmement utile de "descripteurs moléculaires" de types de neurones postmitotiques individuels, différenciés en phase terminale et sont archivés dans WormBase (voir par exemple, le profil moléculaire de l'interneurone AIYL). Le thème commun de ces profils d'expression n'est que trop évident : plutôt que d'être définis par un panel de gènes spécifiques à un seul neurone, les neurones sont généralement définis par la co-expression combinatoire d'un ensemble de gènes de différenciation terminaux qui s'expriment individuellement dans plusieurs neurones. (Figure 1C) (Hobert et al., 2010). Curieusement, la plupart des modèles d'expression de gènes neuronaux publiés ne sont pas encore bien corrélés avec l'histoire de la lignée, c'est-à-dire que les profils d'expression de gènes ne se regroupent pas de toute évidence au sein de groupes de neurones linéairement liés. La figure 1C montre un exemple de quelques gènes exprimés dans AIY et d'autres types de neurones, la plupart des autres types de neurones ne montrent aucune relation de lignée évidente avec AIY.

Il ne reste donc plus qu'à classer les neurones selon des caractéristiques anatomiques spécifiques. Sur la base de leurs travaux en microscopie électronique, White et al. (1986) ont défini 118 classes de neurones, les membres des classes de neurones individuels se distinguant principalement par leur position et leurs schémas de projection et de connexion axodendritiques communs (voir WormAtlas). Les neurones classés ensemble par morphologie ne partagent souvent pas d'histoires de lignage communes, par exemple, les neurones symétriques gauche/droit qui définissent des classes de neurones individuelles (par exemple, les neurones AWB gauche et droit qui définissent la classe de neurones « 8220AWB » 8221) ne partagent souvent pas un l'histoire de la lignée commune (voir encadré dans la figure 2). Il en va de même pour les membres individuels de classes spécifiques de motoneurones (par exemple, les sept motoneurones DB). La relation souvent limitée de neurones similaires avec la lignée signifie essentiellement que pratiquement tous les neurones sont nés par divisions cellulaires asymétriques. En d'autres termes, seules quelques paires de cellules sœurs dans le système nerveux sont similaires les unes aux autres (par exemple, voir la figure 5 montrant l'interneurone AIY et sa sœur très distincte, le motoneurone SMDD).

Même si des types de neurones similaires peuvent être générés par des modèles de lignée distincts, certains types de neurones similaires sont générés par des modèles de lignée très similaires. Ceci est mis en évidence par les soi-disant « sous-lignées répétées », c'est-à-dire des modèles de division cellulaire qui se trouvent à plusieurs points de la lignée et qui donnent lieu au même éventail de types de neurones, le plus souvent des motoneurones du cordon ventral (Figure 2) (Sulston, 1983 Sulston et al., 1980 Sulston et Horvitz, 1977 Sulston et al., 1983). Les sous-lignées répétées proviennent de cellules blastiques qui peuvent être diverses dans leur histoire de lignée, mais ensuite, à travers le modèle de sous-lignée, exécutent un programme de développement commun. Par conséquent, des modèles de lignée similaires peuvent, mais pas nécessairement, produire des types de neurones similaires.

À la lumière de ces complexités, comment fonctionnent les programmes de spécification génétique dans le système nerveux ? Quelle est la base génétique de l'impact que la lignée a ou n'a pas sur la spécification des neurones ? Depuis l'introduction de C. elegans en tant que système modèle par Sydney Brenner dans les années 1970, ces questions ont été abordées en utilisant l'un des principaux avantages du système de modèle de vers et l'analyse génétique avancée (Brenner, 1974 Horvitz et al., 1983 Jorgensen et Mango, 2002). La beauté de cette approche réside dans sa nature largement impartiale. On isole simplement des mutants dans lesquels des aspects de la morphologie et de la fonction du système nerveux (pouvant être criblés par divers moyens) sont perturbés (Horvitz et al., 1983). Ces études génétiques, ainsi qu'un certain nombre d'études de génétique inverse, ont fourni des informations clés sur la façon dont le système nerveux se développe (le tableau 1 donne un aperçu des mutants du développement neuronal). Ci-dessous, je mets en évidence quelques-uns de ces mutants sélectionnés, en les regroupant par types de défauts observés. D'autres revues se sont aventurées davantage dans les détails du développement de composants spécifiques du système nerveux, tels que le système nerveux masculin, les systèmes sensoriels ou moteurs (voir Développement masculin Lanjuin et Sengupta, 2004 Von Stetina et al., 2006). Les cellules gliales sont une composante importante de la C. elegans système nerveux (Shaham, 2006), mais la compréhension de leur développement est limitée à l'heure actuelle (Yoshimura et al., 2008), et donc ils ne sont pas discutés ici.


Circuits neuronaux du comportement sexuel dans Caenorhabditis elegans

Le connectome récemment déterminé de la Caenorhabditis elegans Le mâle adulte, ainsi que le connectome connu de l'hermaphrodite, ouvrent la possibilité d'une description complète du dimorphisme sexuel chez cette espèce et l'identification et l'étude des circuits neuronaux sous-jacents aux comportements sexuels. Les C. elegans système nerveux se compose de 294 neurones partagés par les deux sexes plus des neurones uniques à chaque sexe, 8 chez l'hermaphrodite et 91 chez le mâle. Les neurones spécifiques au sexe sont bien intégrés dans le reste du système nerveux chez le mâle, 16% des entrées du composant partagé proviennent de neurones spécifiques au mâle. Bien que les neurones spécifiques au sexe soient impliqués principalement, mais pas exclusivement, dans le contrôle du comportement unique au sexe - ponte chez l'hermaphrodite et copulation chez le mâle - ces neurones agissent avec des neurones partagés pour faire des choix de navigation qui optimisent le succès reproducteur. Les différences sexuelles dans les comportements généraux sont sous-tendues par un dimorphisme considérable au sein de la composante partagée du système nerveux lui-même, y compris un dimorphisme dans la connectivité synaptique.


Les protéines homéodomaines appariées et de classe LIM coordonnent la différenciation du neurone ALA de C. elegans

L'origine ancienne du sommeil est mise en évidence par des voies de signalisation profondément conservées régulant le comportement semblable au sommeil, telles que la signalisation via le récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR). Chez Caenorhabditis elegans, un état semblable au sommeil peut être induit à tout moment au cours du développement ou à l'âge adulte par l'expression conditionnelle de LIN-3/EGF. La réponse comportementale à l'EGF est médiée par l'activité de l'EGFR au sein d'une seule cellule, le neurone ALA, et les mutations qui nuisent à la différenciation de l'ALA devraient conférer une résistance à l'EGF. Nous décrivons ici trois de ces mutants résistants à l'EGF. L'une d'entre elles correspond à la protéine homéodomaine (HD) de classe LIM CEH-14/Lhx3, et les deux autres correspondent aux protéines HD de type Paired CEH-10/Chx10 et CEH-17/Phox2. Alors que CEH-14 est nécessaire à l'expression génique spécifique à l'ALA tout au long du développement, les protéines de type Prd présentent des contributions temporelles complémentaires à l'expression génique, le besoin de CEH-10 diminuant à mesure que celui de CEH-17 augmente. Nous présentons des preuves que CEH-17 participe à une boucle d'autorégulation positive avec CEH-14 dans l'ALA, et que CEH-10, en plus de son rôle dans la différenciation de l'ALA, fonctionne dans la génération du neurone ALA. De même que CEH-17, CEH-10 est requis pour la migration postérieure des axones ALA, mais CEH-14 semble réguler un aspect de l'excroissance des axones ALA qui est distinct de celui des protéines de type Prd. Nos résultats révèlent une modularité partielle entre les caractéristiques d'un programme de différenciation neuronale et leur coordination par les protéines HD de classe Prd et LIM.


Comment un neurotransmetteur agit pour coordonner un mouvement composé à travers deux récepteurs différents chez C. elegans

Une nouvelle recherche menée par des scientifiques de la faculté de médecine de l'Université du Massachusetts montre au niveau cellulaire comment un stimulus externe déclenche une réaction en chaîne moléculaire chez le ver rond transparent C. elegans, un processus dans lequel un seul neurotransmetteur coordonne et chronométre deux actions distinctes. Ces découvertes jettent un nouvel éclairage sur la façon dont les neurones traduisent les entrées sensorielles en actions et pourraient un jour ouvrir la voie à la compréhension de la manière dont les neurones ratés contribuent aux symptômes moteurs dans les maladies neurologiques telles que la maladie de Parkinson.

Les détails de l'étude ont été publiés en ligne par PLOS Biologie.

"Nous connaissons les grandes lignes du fonctionnement d'un circuit comportemental - un stimulus déclenche une cascade neuronale, qui active finalement une cellule musculaire - pendant des décennies", a déclaré Mark Alkema, PhD, professeur adjoint de neurobiologie. "Les détails sur le fonctionnement de ce processus, cependant, tels que les neurotransmetteurs qui agissent à travers quels récepteurs dans lesquels les neurones sont restés un mystère même pour les comportements les plus simples.

"Cette recherche fournit une réponse à la simple question de savoir comment le ver se retourne et à la question plus large de la façon dont une séquence comportementale est produite à un niveau subcellulaire. Avec le temps, comprendre le mouvement volontaire chez l'homme nécessitera de répondre aux mêmes questions sur le la synchronisation et l'emplacement des neurones et des neurotransmetteurs uniquement dans la variété infiniment plus complexe de circuits du système nerveux humain », a déclaré le Dr Alkema.

Les vers ronds se déplacent en relaxant et en contractant alternativement les muscles ventraux et dorsaux des deux côtés de son corps. Au fur et à mesure que l'animal avance, il utilise sa tête pour sonder d'éventuelles menaces. Un léger contact sur la tête du ver déclenche une réaction de fuite, ce qui fait que l'animal cesse les mouvements de la tête et recule rapidement. Cette réaction initiale est suivie de près par un virage ventral profond lui permettant de s'éloigner en sens inverse.

Des études antérieures ont montré que la tyramine, un neurotransmetteur monoamine apparenté à la noradrénaline chez l'homme, est impliquée dans le C. elegans réponse d'évasion. Spécifiquement, C. elegans ont une paire de motoneurones tyraminergiques qui sont essentiels pour coordonner la suppression initiale du mouvement de la tête et la réponse de soutien. Ces neurones libèrent de la tyramine, qui agit à travers un canal ionique à action rapide appelé LGC-55 pour inhiber le mouvement vers l'avant et détendre les muscles du cou. Cependant, la façon dont l'animal coordonne ce mouvement avec le virage profond qui lui permet d'achever le changement de direction et de s'éloigner de la menace était inconnue. Dans cette étude, les auteurs fournissent des preuves qui relient cette phase initiale de la réponse d'évasion aux étapes ultérieures au cours desquelles le ver fait un virage serré et s'éloigne du danger.

Lorsque C. elegans sont placés sur une surface contenant une forte concentration de tyramine ils s'immobilisent. Alkema et ses collègues ont découvert que cette paralysie pouvait être surmontée en faisant muter le C. elegans gène responsable du codage du récepteur couplé à la protéine G SER-2. De plus, ils ont découvert que le récepteur SER-2 était actif dans un ensemble de 13 neurones résidant le long de la corde nerveuse ventrale. Les synapses de ces neurones étaient connectées aux cellules musculaires ventrales correspondantes le long d'un côté du corps du ver.

D'autres expériences ont révélé que le même neurotransmetteur monoamine-tyramine-responsable de la phase initiale de la réponse d'échappement était également responsable de l'activation du récepteur couplé à la protéine G à action lente SER-2. L'activation de ce récepteur a inhibé la libération du neurotransmetteur GABA et facilité la contraction des muscles ventraux, permettant à l'animal de terminer son tour et de reprendre le mouvement dans la direction opposée.

"Cette étude montre comment la tyramine fonctionne à travers des récepteurs séparés pour produire un comportement complexe nécessitant la coordination temporelle de programmes moteurs indépendants", a déclaré Alkema. "Agissant par l'intermédiaire du récepteur ionotrope à action rapide LGC-55, l'animal achève le mouvement initial en cessant le mouvement de la tête et en reculant. En même temps, le récepteur SER-2 à action lente est également activé par la tyramine pour terminer le tour et faciliter le mouvement dans la direction opposée.

"Ce sont les différents récepteurs qui permettent la coordination de ces actions par le même neurotransmetteur", a déclaré Alkema. "Cela indique que la tyramine, tout comme la signalisation adrénergique chez les mammifères, coordonne différents aspects de la réponse de vol. Il est possible que l'activation coordonnée dans le temps des récepteurs ionotropes et métabotropes puisse être un motif de signalisation commun utilisé dans les organismes pour orchestrer les réponses comportementales et c'est quelque chose que nous allons poursuivre plus loin."


Fond

Le vieillissement est le chemin commun que tous les organismes empruntent pour atteindre la fin ultime du voyage d'une vie. Pour les vertébrés qui ont une durée de vie moyenne de plusieurs décennies, l'ensemble du processus de vieillissement peut prendre jusqu'à 20 ans. Pour Caenorhabditis elegans (ver rond) ou Drosophile (mouche des fruits) qui vivent respectivement 2-3 semaines ou 2-3 mois, le vieillissement se produit sur une échelle de temps beaucoup plus petite de quelques jours à quelques semaines. Malgré ces différences de durée de vie, cependant, les gènes ou les voies de signalisation qui influencent le vieillissement des C. elegans ou la durée réplicative de Saccharomyces cerevisiae (levure de boulanger) se sont avérées essentielles pour le contrôle de la longévité chez les mouches et les souris [1, 2]. Il semble que ces voies génétiques communes se soient adaptées aux contextes cellulaires et organismes très divers de différentes espèces pour moduler la vitesse de vieillissement en fonction de l'échelle de temps de leurs durées de vie respectives.

Chez l'homme, le vieillissement du système nerveux compromet les fonctions comportementales et cognitives, et prédispose aux maladies neurodégénératives [3-6]. Des efforts considérables ont été investis ces dernières années dans le développement de modèles animaux pour les maladies neurodégénératives, telles que la maladie d'Alzheimer (MA) et la maladie de Parkinson (MP). Modéliser le vieillissement du cerveau humain en soi, cependant, reçoit relativement peu d'attention. Cette dichotomie provient en partie du fait que des mutations dans des gènes uniques sont associées à certaines formes de MA ou de MP familiale, alors que peu de ces mutations, voire aucune, n'avaient été découvertes pour altérer le vieillissement neuronal. De plus, le vieillissement neuronal, similaire au vieillissement dans d'autres organes, est susceptible d'être régulé par des interactions étendues entre les réseaux génétiques, les voies de signalisation et les réponses métaboliques cellulaires, plutôt que par quelques gènes. Toute modélisation réussie du vieillissement neuronal nécessiterait donc une in vivo système qui permet un examen approfondi de multiples voies génétiques au cours de la durée de vie de l'animal. De toute évidence, la génétique puissante et la courte durée de vie (par rapport aux souris) des invertébrés tels que les vers et les mouches répondent parfaitement à ce besoin. La question est : les neurones des vers ou des mouches vieillissent-ils de la même manière que les neurones du cerveau humain ?

Vieillissement de la C. elegans système nerveux

Vieillissement morphologique du neurone

Sur les 959 cellules somatiques d'un hermaphrodite adulte C. elegans, 302 sont des neurones, ce qui en fait le plus grand groupe de cellules postmitotiques dans cet organisme [7-10]. Il existe plusieurs différences majeures qui distinguent C. elegans neurones de leurs homologues mammifères. D'abord, C. elegans les neurones sont petits (5-10 m de la taille de leur soma), et la plupart d'entre eux ne sont pas accompagnés de cellules gliales [10]. Les neurones sensoriels de l'amphide et du phasmide, qui sont C. elegans les organes sensoriels de la tête et de la queue, respectivement, sont associés aux cellules gliales mais n'ont pas de myélinisation autour de leurs processus [10]. Deuxièmement, ils manquent de canaux sodiques voltage-dépendants, et si C. elegans les neurones génèrent des potentiels d'action typiques est toujours un sujet de débat actif [11, 12]. Troisièmement, la plupart C. elegans les neurones ont une morphologie simple, n'ont pas d'arbres dendritiques ou axonaux élaborés (à l'exception des neurones nociceptifs FLP et PVD [13-15]), et forment des synapses En passant[dix]. Et enfin, il n'y a pas de neurogenèse chez l'adulte C. elegans. Malgré ces différences, C. elegans les neurones et les neurones de mammifères sont remarquablement similaires en termes de fonctions et de connectivité fondamentale. Dans la recherche sur le développement neuronal, C. elegans avait été démontré comme un système extrêmement robuste pour identifier les voies génétiques qui régulent la migration neuronale, le guidage axonal et la synaptogenèse [16–18] (également bien résumé dans Wormbook : http://www.wormbook.org/toc_neurobiobehavior.html). Le pavage et l'évitement de soi, qui sont deux mécanismes qui assurent une couverture maximale et sans chevauchement du champ sensoriel entre différents neurones ou au sein du même neurone, respectivement, pourraient être trouvés à la fois chez les mammifères et les C. elegans systèmes nerveux [19, 20]. Les molécules critiques pour la plasticité synaptique dans les neurones des mammifères, telles que les neuroligines, régulent également la fonction du C. elegans synapses [21]. C. elegans a de nombreuses modalités sensorielles communes à l'homme, telles que l'olfaction, le goût, la thermosensation et la mécanosensation, ils détectent l'oxygène et évitent la chaleur nocive ou les stimuli mécaniques (examinés dans Wormbook : http://www.wormbook.org/toc_neurobiobehavior.html). Dans toutes ces modalités sensorielles, C. elegans affiche une plasticité comportementale remarquable qui s'apparente à l'apprentissage et à la mémoire des mammifères [22].

Contrairement à sa robustesse en neurosciences du développement, l'utilité potentielle de la C. elegans système nerveux en tant que modèle pour le vieillissement cérébral des mammifères avait fait l'objet d'une grande controverse jusqu'à récemment. Dans des études antérieures qui décrivaient des changements morphologiques dépendant de l'âge dans C. elegans tissus, aucune preuve n'a été trouvée de détérioration structurelle des neurones liée à l'âge, y compris des nombres neuronaux bien conservés, un placement normal des neurites et des synapses et des enveloppes nucléaires grossièrement intactes [23, 24]. Ces descriptions présentaient un contraste remarquable avec le vieillissement morphologique d'autres cellules somatiques, où la désorganisation des myofibrilles et du collagène cuticulaire, l'émergence de cavités et l'altération de l'architecture nucléaire étaient évidentes chez les animaux âgés [23, 25]. Il était difficile de concilier la préservation des structures neuronales avec le déclin évident en fonction de l'âge du pompage musculaire pharyngé, de la locomotion et de divers comportements sensoriels [26-29], bien qu'une partie de la détérioration observée des réponses motrices puisse être une conséquence de la dégénérescence musculaire.

Pour résoudre cette divergence concernant C. elegans vieillissement neuronal, plusieurs études récentes ont réexaminé le système nerveux chez les animaux âgés et ont révélé des changements morphologiques dépendant de l'âge dans les neurones des vers sénescents [30–32]. Décrites plus en détail plus loin dans cet article, ces anomalies neuronales dépendantes de l'âge comprennent un soma neuronal difforme (figure 1B), une ramification des neurites ectopiques (figure 1B, C) et des axones (gonflement focal) ou une lésion en forme de bulle dans les processus neuronaux (Figure 1C). Ces défauts neuronaux liés à l'âge ne sont pas apparus avant que les animaux soient entrés dans l'âge adulte et étaient plus évidents chez les animaux en post-reproduction. Ce profil temporel distingue ces défauts des défauts de maintenance neuronale décrits par Oliver Hobert et ses collègues, qui pourraient apparaître chez les larves des mutants [33, 34]. La majeure partie de la caractérisation a été réalisée pour les neurones mécanosensoriels tactiles, tirant parti de leur morphologie simple et de leur génétique développementale bien résolue, mais des résultats similaires ont également été trouvés dans les neurones dopaminergiques et les motoneurones GABAergiques [30–32]. Dans la moelle nerveuse ventrale, les principaux faisceaux d'axones longitudinaux qui s'étendent sur la plus grande partie de la longueur des animaux, les axones cholinergiques présentaient une défasculation en fonction de l'âge et devenaient moins compacts [30]. Des réseaux de microtubules désorganisés ont été observés dans les neurones tactiles avec un soma difforme [30]. Des mitochondries pourraient être trouvées au niveau des petits gonflements axonaux ou aux sites de ramification ectopique dans le processus des neurones tactiles [32]. Une réduction de la densité des vésicules synaptiques a également été documentée au niveau des synapses de l'anneau nerveux, le neuropile majeur de C. elegans[32]. Bien que ces rapports aient confirmé la conclusion d'études antérieures selon lesquelles il n'y avait pas de perte neuronale ou de défaut de placement des axones au cours du vieillissement C. elegans, ils ont clairement démontré que la détérioration des structures neuronales liée à l'âge se produit au niveau subcellulaire.

Défauts liés à l'âge de C. elegans les neurones récepteurs tactiles. (UNE) Schéma de principe de C. elegans neurones récepteurs tactiles, vue latérale. Pour simplifier, un seul des neurones bilatéraux ALM et PLM a été montré. VNC, cordon nerveux ventral. (B) Immunofluorescence de microtubules acétylés dans le soma de neurones ALM jeunes et âgés. Par rapport au jeune neurone, l'ancien neurone ALM présentait une germination aberrante du soma (astérisques) et une désorganisation marquée des microtubules. (C) Défauts axonaux liés à l'âge dans les neurones tactiles. Les neurones ALM ou PLM ont été visualisés chez des animaux vivants avec la GFP exprimée à partir du neurone tactile spécifique mec-4 promoteur. Les flèches marquent les lésions ressemblant à des bulles (en haut à gauche, ALM), des perles (en haut à droite, PLM), des bulles (en bas à gauche, PLM) et des processus ondulés (en bas à droite, PLM). Les astérisques marquent la ramification des neurites dans le PLM.

Ces défauts neuronaux liés à l'âge sont-ils similaires à ceux trouvés dans le système nerveux d'autres espèces ? Des neurites dystrophiques caractérisés par une germination anormale et une formation de varices ou des sphéroïdes axonaux avaient été décrits dans le cerveau humain sénescent [35]. Ces défauts morphologiques rappelaient la ramification des neurites ou les axones perlés trouvés dans le C. elegans récepteur tactile et neurones GABergiques [30–32]. Il est important de noter qu'aucune perte neuronale significative n'est trouvée dans la plupart des zones du cerveau des mammifères vieillissants, y compris ceux des primates [3, 4]. Un déclin dépendant de l'âge de l'organisation synaptique a été trouvé dans la jonction neuromusculaire de Drosophile et la souris, et au niveau des synapses cérébelleuses du rat [36-38]. Les cellules de Purkinje, qui sont les neurones de projection dans le cervelet, chez les rats âgés ont montré une diminution du nombre de petites épines dendritiques et une augmentation de la densité des plus grandes épines dendritiques [38, 39]. Des défauts dans les structures présynaptiques et la densité des vésicules synaptiques ont également été documentés dans C. elegans[32]. Par conséquent, il semble que certains des phénomènes fondamentaux du vieillissement neuronal soient conservés dans C. elegans et chez d'autres espèces.

La biologie cellulaire de C. elegans vieillissement neuronal

How morphological aging of the neuron occurs over time is a fundamental but largely unanswered question. Even with the advance in imaging technology, imaging the same neuron over the entire life span of individual animals remains a daunting feat in mammals. This is where the simple neuronal architecture, body transparency and short life span of C. elegans could reveal unprecedented novel insights into the evolution of age-dependent neuronal defects over the entire adulthood of the animal. By imaging the same touch neuron over the entire adulthood of the worm until its death, Pan et al. reported striking dynamic changes of neuronal sprouting during the course of aging (Figure 2) [30]. New sprouts could emerge from the neuronal soma as late as day 12, a relatively late time point in a wild-type C. elegans that lives two to three weeks on average [30]. The emergence of supernumerary sprouts likely represents a failure in cellular mechanisms that would normally prevent the formation of ectopic structures, rather than an enhanced ability to generate new branches in response to the wear-and-tear aging process, because the ability to regenerate the axon following axotomy was drastically reduced in adult C. elegans[40–43]. Retraction or splitting of neurite sprouts was also observed. Large bubble-like lesions formed by coalescence of smaller vesicle-like foci in the proximal touch neuron processes [30]. Although various axonal defects had been documented, such as beading, blebbing or bubble-like lesions, they could represent different stages of the same pathology in active progression. For example, impairment in axon transport may cause focal cytoplasmic swelling seen as beading, which may further progress to impede the transport of large organelles, such as mitochondria, and form small bubble-like lesions where the obstructed organelles excluded the cytoplasmic GFP signal [32]. On the other hand, large bubble-like lesions probably reflect the early phase of axon splitting, because the bubble could extend over long distance and was not labeled by organelle markers [30]. While these morphological characterizations did not identify the molecular mechanisms behind neuronal aging, they did provide a framework and context for future mechanistic studies.

Temporal evolution of neuronal defects during aging in C. elegans . The same ALM neurons in the wild type were imaged at different time points over the animals’ lifespan lateral view, anterior is up. Neurons were labeled by a touch cell-specific GFP reporter. Scale bar = 5 μm or 1 μm (A, insets). (UNE) The posterior process of the ALM neuron (arrow) remained static from D5 to D14 but retracted later. Arrowheads mark an ectopic sprouting from the soma, which was truncated between D3 and D5, and completely retracted on D15. Insets highlight the development of a bubble-like lesion in the proximal ALM process. The animal died on D16. (B) The ALM grew a posterior process on D1, which continued to lengthen between D1 and D5, and branched at D8 (arrow). An ectopic branch emerged from the dorsal side of the cell body at D12 (lower panel, double arrows). On D17, another short sprouting grew at the anterior aspect of the neuron (arrowhead). The three images of the right lower panel were taken from different focal planes. Images were originally published in the Proceedings of the National Academies of Sciences of the U.S.A. and reused with permission [30].

Functional aging of the neurons

Age-dependent deterioration in neuronal morphology suggests that neuronal dysfunction contributes to motor and behavioral decline in old C. elegans. Cai and Sesti had shown that age-dependent oxidation of the potassium channel KVS-1 was responsible for the observed decline in the chemotactic behaviors of old worms, and expression of an oxidation-resistant KVS-1 in the chemosensory neurons conferred resistance to age-dependent chemotactic deficits [44]. While this observation strongly suggested that neuronal dysfunction occurs in old worms, a direct measurement of neuronal activity in aged animals had been lacking, owing to the technical difficulty of recording electrical activity from the relatively small C. elegans neurons. A breakthrough came when Liu et al. assayed the function of cholinergic and GABAergic motor synapses by directly recording their postsynaptic muscle cells [45]. While activation of the muscle membrane, measured as the postsynaptic current (PSC) in electrical recording, has contributions from both the presynaptic neuron (neurotransmitter release) and the postsynaptic muscle (density and function of the neurotransmitter receptors), the frequency of spontaneous PSC is an accurate indicator for presynaptic release function. Liu et al. observed a progressive decline in the release of neurotransmitters from the presynaptic terminal that began as early as day 7, which correlated with the decrease in locomotion and suggested age-dependent neuronal dysfunction [45]. Strikingly, function of the muscle, judged from the evoked PSCs and the contractibility induced by the cholinergic agonist levamisole, was preserved at the time when presynaptic functions started to deteriorate, and only began to show deficits between day 11 and day 15 [45]. Additional electrophysiological characterization by the authors led to the conclusion that middle-age motor neurons first developed defects in synaptic vesicle fusion, followed by deficits in neurotransmitter contents and synaptic vesicle priming or docking at the neuromuscular junction [45].

While an early decline in neurotransmitter release at motor synapses had been established in C. elegans, other dimensions of neuronal functions, such as membrane excitability and axon transport, had not been examined in the context of aging. For example, does the emergence of beading or bubble-like lesions in the touch neuron processes correlate with compromised cargo transport in these cells? Do aberrant neurite branching or wavy processes interfere with the generation or propagation of electrical activity along the neuronal membrane? Since many behavioral correlates of neuronal functions in C. elegans depend on locomotion responses that are heavily affected by muscle contractility, answers to these questions will require direct measurement of neuronal activity by electrophysiology or fluorescence-based methods. Several recent technological advances make it possible to begin to address these questions fundamental to neuronal aging. For example, FRET (förster/fluorescence resonance energy transfer) or GCaMP-based measurement of neuronal calcium transients in animals immobilized in a microfluidic device allows for assessment of neuronal activity in response to various sensory stimuli [46–50]. With the addition of optogenetic tools derived from the channelrhodopsin and related light-sensitive channels [51, 52], it is becoming possible to address functional decline in the aging C. elegans nervous system, at single-cell level, in the context of intact neuronal circuits.

Genetic control of C. elegans neuronal aging

Neuronal aging is influenced by longevity genes

Mutations that alter the worm life span had been shown to affect the speed of tissue aging in a manner similar to how these mutations influence longevity. For example, mutations in the FOXO3 transcription factor daf-16 and the heat shock transcription factor hsf-1 shortened life span and accelerated morphological aging of the head and the germline (Table 1) [1, 2, 25, 53–55]. By contrast, mutations in daf-2, which encodes the insulin-like growth factor (IGF) receptor and inhibits daf-16 functions, dramatically extended the life span and delayed tissue aging [1, 2, 53, 56]. The impact of these longevity genes on the structural and functional aging of C. elegans neurons was also confirmed. In short-lived daf-16 ou hsf-1 animals, neurons displayed more defects at earlier ages, and genetic analysis indicated that daf-16 et hsf-1 function in a common pathway [30–32]. Dans daf-2 animals with a long life span, many of the structural defects were delayed or ameliorated, and the decline in presynaptic functions was dramatically reduced [30–32, 45]. mutations dans clk-1, a demethoxyubiquinone hydroxylase required for mitochondrial respiration, extended life span and ameliorated excessive neurite branching in old animals [31].

Longevity genes could cell-autonomously act in the neurons to influence cellular aging. Alternatively, they may impact neuronal aging by modulating life span at the organismal level, acting non-autonomously outside the nervous system. The findings by Pan et al. were consistent with this view, where expression of daf-16 in the neurons failed to rescue premature neuronal aging of the daf-16 mutant [30]. Depuis daf-16 functions largely outside the nervous system to regulate C. elegans life span [1, 2], this observation indicates that accelerated neuronal aging in the daf-16 mutant is a consequence of shortened life span at the whole animal level. These findings are also consistent with a recent report that homeostasis of protein quality control, an important factor in cellular aging, in the C. elegans muscles could be regulated non-autonomously [57]. However, Tank et al. found that re-introduction of daf-16 in the neurons of the daf-16 daf-2 double mutant made the touch neurons look similar to the daf-2 mutant touch neurons, with fewer age-dependent neurite branching compared to the wild type [31]. While this was a context slightly different from that in the study by Pan et al. and focusing only on neurite branching but not other types of neuronal aging defects, it seemed to suggest that at least for preventing ectopic branching, daf-16 could act cell-autonomously in the neurons. It remains to be determined whether daf-16 acts in more than one tissue to regulate cellular aging of the neurons.

It had been shown that behavioral decline in the mouse Aβ-based AD model was partially ameliorated by eliminating one copy of the IGF receptor. At the cellular level, compared to control AD mice, reactive astrogliosis (proliferation of astrocytes) was also reduced in Igfr(+/-) AD mice. While direct evidence that reduction of insulin signaling delays mammalian neuronal aging is pending, these observations support the idea that genetic mechanisms of aging are conserved in C. elegans and in mammals, and that manipulations that delay organismal aging can be promising disease-modifying therapeutics for human neurodegenerative disorders.

Cell-autonomous factors for neuronal aging

Non-autonomous factors regulate the speed of aging across different tissues and serve to coordinate aging in individual tissues at the organismal level. By contrast, genes that act directly in the neurons impact neuronal aging by modulating cellular structures and functions (Figure 3). A set of mec (pour mechanosensitivity) genes are specifically expressed in the touch neurons and essential for their activation by sensory input [58–60]. These include genes that encode DEG/ENaC-type sodium channels (mec-4, mec-10) [58, 59, 61], channel accessory proteins (mec-2, mec-6) [58, 62], extracellular matrix proteins (mec-1, mec-5, mec-9) [58] and touch neuron-specific tubulins (mec-7, mec-12) [63, 64]. Pan et al. found that in many of these mec mutants (mec-7 was not tested), touch neurons showed premature neuronal aging due to a lack of sensory-evoked membrane activity [30]. When synaptic transmission was blocked, GABAergic neurons showed increased axon beading, suggesting that membrane activation by presynaptic input or the synaptic release function is necessary to prevent premature aging of the neuron [30]. Additional age-dependent pathology of wavy axon, axon blebbing and branching was observed in the mec-1 et mec-5 mutants, in which the normal attachment of the touch neurons to the neighboring hypodermal cells was disrupted [30]. Tank et al. found that the c-Jun terminal kinase jnk-1 and its upstream kinases, jkk-1 et mek-1, were required to prevent the formation of ectopic neurite branching during aging [31]. Les jnk-1, jkk-1 et mek-1 mutants showed more neurite branching than the wild type, and the increase in supernumerary branches of the jnk-1 mutant could be eliminated when jnk-1 expression was restored to the neurons [31]. Recently, it was reported that PTL-1, the C. elegans homolog for the microtubules-associated protein Tau, was required for adult touch neuron maintenance [65–67]. The touch neurons in the ptl-1 mutants showed more age-dependent defects than the wild type [67]. Microtubule disorganization occurred in the soma of senescent touch neurons [30], so it is possible that PTL-1 maintains normal neuronal structure during aging by regulating microtubule structures. Mutations in the integral nuclear envelope protein LMN-1/lamin triggered premature neuronal aging and markedly shortened life span [24, 30]. In summary, genes that promote membrane activity, nerve attachment, stress response (the JNK/MAPK pathway) and the integrity of cytoskeleton and nuclear envelope are involved in maintaining postmitotic neurons against aging.

Schematic model of genetic and signaling networks that regulate maintenance and aging in C. elegans touch neurons. The touch neurons and their processes are ensheathed by the cytoplasmic extension of the neighboring hypodermal cell. Extracellular matrix containing the EGF- and Kunitz-domain proteins MEC-1 and MEC-9, and also atypical collagen MEC-5, was deposited between the touch neurons and the hypodermal cell. It is generally speculated that MEC-1, MEC-5 and MEC-9 tether the mechanosensory transduction channels, composed of MEC-2, MEC-4, MEC-6 and MEC-10, on the touch cell membrane and mechanically gate these channels. Although Tank et al. [31] had shown that components in the MAPK pathways, including JNK-1, JKK-1 and MEK-1, maintain touch neuron structures by inhibiting aberrant branching during aging, signals that activate these genes as well as their effectors or targets remain elusive. Genes that encode components of the microtubule cytoskeleton (MEC-12/α-tubulin and PTL-1/Tau) or the integral nuclear envelope protein (LMN-1/lamin) are also important for maintaining postmitotic neurons in C. elegans. For simplicity, this schematic diagram was generated in the form of the neuronal soma, but similar models could also apply to the process of the neuron.

As described above, many mutations that alter the progression of neuronal aging also influence life span, raising the possibility that the observed changes in the speed of neuronal aging are merely a consequence of organismal aging. jnk-1, ptl-1 et plusieurs mec mutant strains had shortened life span [30, 31, 67], and it remains to be determined whether the increase of age-dependent neuronal defects in these mutants is a consequence of premature aging at the organismal level. Several lines of evidence, however, indicate that neuronal aging and life span could be uncoupled. D'abord, mec-1 et mec-12 animals showed comparable life span to that of the wild type, indicating that the observed increase in age-dependent neuronal defects of these two mutants was not secondary to life span reduction [30]. Second, mutations in manger-2, which encodes a nicotinic acetylcholine receptor (nAChR) subunit [68], increase the worm life span by reducing pharyngeal pumping and food intake nevertheless, manger-2 animals showed neuronal aging comparable to that in the wild type [30]. Clearly, cellular senescence could progress independent of organismal aging.

Is there proteinopathy in C. elegans neurons?

One of the most important but poorly understood questions in modeling human brain aging with C. elegans is the involvement of abnormal protein aggregates, the so-called “proteinopathy” theory. In the normal aging brain of human, extracellular aggregates of β-amyloid peptides could be found in small quantity, with occasional intracellular Tau aggregates in the neurons [3–6, 35]. The significance of these asymptomatic protein aggregates in human neuronal aging is a matter of much controversy. Les C. elegans APL-1 is a homolog for human β-amyloid precursor protein [69, 70]. Although neuronal APL-1 overexpression disrupted several behaviors such as olfactory and gustatory learning or touch habituation [71], whether or how neuronal structures and functions were impaired was undetermined, and documentation of APL-1 protein aggregation was not addressed. It is unknown either whether APL-1 aggregation is part of physiological aging in C. elegans neurons. As described above, mutations in the C. elegans Tau gene ptl-1 resulted in touch insensitivity, premature touch neuron aging and shortened life span [67]. While introducing the human Tau into the ptl-1 mutant rescued the touch insensitivity, it did not significantly rescue the neuronal or life span deficits [67]. Curiously, human Tau expression in the wild-type C. elegans seemed to be toxic, as animals were touch-insensitive and had more neuronal defects with shorter life span [67]. These observations suggest that not all functions of Tau are conserved, and exogenous human Tau, even in its wild-type form, could be toxic either by dominant-negative or neomorphic effects. Like the case of APL-1, whether PTL-1 forms aggregates in aging C. elegans neurons is undetermined. These studies highlight the species-specific features of β-amyloid precursor, Tau, and probably other proteins implicated in human neurodegenerative diseases. Therefore, extreme care should be taken when interpreting data of expressing human disease-related proteins in the worm cells.

Interestingly, recent studies have shown that cellular proteins do show a tendency to form insoluble aggregates in old C. elegans, which could be suppressed by a life-extending daf-2 mutation [72]. David et al. further demonstrated that such protein aggregates, while not affecting the animals’ locomotion on its own, aggravated paralysis induced by the expression of a pathogenic polyglutamine Yellow Fluorescent Protein (Q35-YFP) [72]. One of the possibilities is that aggregates of innocuous, physiological proteins facilitate the nucleation of pathogenic molecules and increase their cellular toxicity. Another possibility is that these aggregates recruit cellular proteins required for neuronal function, which then leads to compromised cellular physiology in the neuron. Although aggregates of Tau, α-synuclein or polyglutamine proteins are a widely recognized finding in human neurodegenerative diseases, whether aggregation of non-pathogenic proteins normally occurs during human aging remains poorly understood. Études en C. elegans offer a good starting point to address this issue, which is central to the protein aggregation theory of cellular senescence.


Chieh Chang, PhD

The research in Dr. Chang's laboratory addresses these questions: How do neurons regulate transition of sequential events in neuronal connectivity from axon pathfinding to synapse formation? How do neurons regenerate and repair themselves after injury? How do engulfing cells clean up neuronal “waste” after neuronal degeneration? How are neuronal degeneration and regeneration related? How does age influence the intrinsic nerve growth ability? What mechanisms govern dendritic arborization of the nociceptive neurons to ensure uniform sensory coverage of skin that envelops the entire animal body? Dr. Chang asks these questions mainly in the context of nematode C. elegans with an overarching goal of establishing basic principles underlying development and regeneration of neural circuits that can be applicable to other model organisms. Dr. Chang has studied signaling mechanisms that control gene expression, organogenesis, nerve pathfinding, and nerve regeneration in C. elegans for nearly nineteen years. Recently, Dr. Chang's lab identified several timing mechanisms regulating orderly neuronal connectivity and regeneration change.

Research Directions
Forty percent of genes identified in the human genome have a homolog in C. elegans. Genes that allow neurons to connect with each other to form functional neural circuits are highly conserved between C. elegans et humains. Dr. Chang’s lab studies mechanisms regulating neuronal connectivity and regeneration in C. elegans. The molecules that guide neuronal connectivity and regenerate nerves in C. elegans are similar to those that used in human. Thus, what Dr. Chang's lab learns in C. elegans will likely be relevant to the development and regeneration of the human nervous system.

Nerve Pathfinding
During development of the C. elegans nervous system, axons of many neurons, including the anterior ventral microtubule (AVM) axons, are guided to the ventral nerve cord by the UNC-6 (netrin) attractant recognized by its receptor UNC-40 (DCC). Upon reaching the ventral nerve cord, the AVM axon changes its trajectory and moves anteriorly to the nerve ring, a neuropil generally viewed as the animal’s brain. Axons are attracted to targets, but must switch their responsiveness upon arrival so that they are no longer sensitive to guidance cues and can proceed with synapse formation. In Drosophila and vertebrates, netrin signaling is inhibited by slit-induced Robo receptor binding to netrin receptor DCC. However, it is unclear how the netrin signaling is inhibited in C. elegans AVM neurons at targets. Dr. Chang's lab is using a genetic and optical approach to identify molecular mechanisms that inhibit netrin attraction.

Nerve Regeneration
Les C. elegans nervous system is composed of 302 neurons with a complete map of all axon trajectories and synaptic connections. The transparency and small size of C. elegansallow us to visualize axonal development and axonal regeneration using time-lapse fluorescent microscopy as well as perform axotomy on any neurons with femtosecond laser ablation in live animals. Femtosecond laser ablation is a new optical scalpel with exquisite precision and reproducibility. The nanometer precision of femtosecond laser ablation as well as the million-fold shorter exposure interval allow us to snip individual nerve fibers without collateral damages to the cell body or neighboring fibers.

À l'aide de C. elegans as a model organism to study nerve regeneration enables Dr. Chang's lab to identify several regeneration patterns that are conserved between C. elegans et vertébrés. For example, Dr. Chang's lab observes in C. elegans the dichotomy of robust regeneration in the peripheral nervous system versus nonregenerating neurons in the central nervous system. In addition, like vertebrate neurons, C. elegans neurons lose nerve growth ability as they age, but it is not known why. Many of the positive regulators of nerve growth have been identified and well studied. Dr. Chang's major goal is to test a related hypothesis: that there are also negative regulators of nerve growth that limit the brain’s ability to grow out nerves. Are there more of these negative regulators in an aging brain than in the baby’s brain? If such molecules exist, then blocking their function in the aging brain might rejuvenate neurons to a growing state in which neurons can regenerate better. This project has the potential to open the new door for treatment of neurodegenerative diseases of aging by harnessing hidden neuronal ability to reorganize itself.

Nerve Degeneration
Dr. Chang's lab is also interested in understanding how engulfing cells help clean up neuronal “waste”. In mammals, flies, and worms, when a neuron’s connection is injured, it degenerates and sheds debris. When that happens, engulfing cells move in the injury site and remove these wastes. Dr. Chang wants to understand why it is important to remove nerve debris and to identify the mechanisms that allow engulfing cells to sense debris and engulf them. Nerve debris can also be generated during developmental pruning, which is a process widely used for the refinement of the neural circuit assembly. Dr. Chang's lab is investigating whether similar mechanisms are used for removal of these early neuronal wastes.


CONCLUDING REMARKS

More than half a century after Sydney Brenner first formulated his C. elegans research program, 1, 2 it is deeply satisfying to see how the C. elegans field has moved toward fulfilling Sydney Brenner's vision of using the tools of the microbial genetic trade, in combination with his visionary map making efforts, to understand how a nervous system develops. One reason this research program has been particularly successful in the nervous system is the lack of pleiotropies associated with regulators of terminal neuronal identity. In fact, such lack of pleiotropies was recognized by Brenner very early in his analysis of behavioral mutants by electron micrographical analysis. 167 Molecular, functional and expression studies subsequently revealed that most transcription factors that are components of the regulatory map are exclusively expressed in the nervous system, i.e., they do not have what could be essential functions elsewhere which could have prevented their retrieval from forward genetic screens. Within the nervous system many of these factors also appear to be committed to controlling terminal differentiation, without being involved in earlier patterning events. One exception to this notion are the unc-30 et ceh-36 terminal selectors, which, apart from their terminal selector function in distinct neuron types, have redundant function in controlling earlier lineage decisions. 165 These findings illustrate the importance of not solely relying on forward genetic screens, but also taking into account expression patterns and hence possibly redundant gene functions.

One major future challenge lies in connecting terminal regulators of neuronal identity to early lineage patterning events. Using automated lineage tracing in combination with RNAi-mediated gene knockdown, Du et al. have recently identified a large number of genes with roles in early lineage specification. 168 How these genes are coupled to the induction of expression of terminal selectors requires future exploration.

In addition to studying early neuronal patterning events, a great number of questions remain at the level of terminal differentiation programs. For example, the nature of the combinatorial codes of transcription factors that control the differentiated state should be more extensively characterized, perhaps with a specific focus on the

100 homeobox genes encoded by the C. elegans génome. Importantly, we need a much more comprehensive understanding of the extent to which terminal differentiation programs are controlled in a coregulatory manner by terminal selector-type transcription factors versus being regulated in a piecemeal manner by distinct cohorts of transcription factors. One important step in this direction needs to be a systematic transcriptome analysis of each and every neuron in the worm. This is now technically feasible and it is easy to predict that the worm, after having been the first organism with a lineage, connectome, and genome, will also be the first with a complete expression atlas with single-cell resolution. The regulatory programs that control panneuronal genes (e.g. synaptic vesicle machinery) also need to be better understood. The plasticity of the terminally differentiated state will also need to be examined on a much more detailed level. For example, how do postmitotic, embryonically generated neurons alter their differentiated state at defined postembryonic time points? How does circuit activity impinge on the differentiated state of specific neuronal circuit components? How does the sexual identity of the organism impinge on neuronal differentiation? Many of these questions can be addressed by continuing to pursue Sydney Brenner's vision, building higher resolution and now multidimensional maps (gene expression maps at distinct time points, under distinct external conditions), and by then exploiting the unique strengths of the C. elegans model system to genetically dissect these molecular maps through classic mutant analysis.


Voir la vidéo: Daniel Colon-Ramos YaleHHMI 1: Cell biology of the synapse and behavior in C. elegans (Janvier 2022).