Informations

Les noyaux lobés comptent toujours comme un noyau ?

Les noyaux lobés comptent toujours comme un noyau ?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Les noyaux lobés des cellules immunitaires (telles que les mégacaryocytes) comptent-ils toujours comme un seul noyau ?


Oui. La lobation, c'est quand un noyau se déforme, mais c'est toujours un seul compartiment. La façon dont le noyau se déforme peut être utile pour déterminer approximativement le type de cellule par inspection visuelle.


Monocytes

Monocytes sont un type de leucocyte, ou globule blanc. Ils sont le plus grand type de leucocytes et peuvent se différencier en macrophages et en cellules dendritiques de la lignée myéloïde. En tant que partie du système immunitaire inné des vertébrés, les monocytes influencent également le processus d'immunité adaptative. Il existe au moins trois sous-classes de monocytes dans le sang humain en fonction de leurs récepteurs phénotypiques.


Contenu

Il existe quatre types de granulocytes (nom complet des granulocytes polymorphonucléaires) : [3]

À l'exception des mastocytes, leurs noms sont dérivés de leurs caractéristiques de coloration, par exemple, le granulocyte le plus abondant est le granulocyte neutrophile, qui a des granules cytoplasmiques à coloration neutre.

Neutrophiles Modifier

Les neutrophiles se trouvent normalement dans la circulation sanguine et sont le type de phagocyte le plus abondant, constituant 60% à 65% du total des globules blancs circulants, [4] et se composant de deux sous-populations : les tueurs de neutrophiles et les cages à neutrophiles. Un litre de sang humain contient environ cinq milliards (5x10 9 ) de neutrophiles, [5] qui mesurent environ 12 à 15 micromètres de diamètre. [6] Une fois que les neutrophiles ont reçu les signaux appropriés, il leur faut environ trente minutes pour quitter le sang et atteindre le site d'une infection. [7] Les neutrophiles ne retournent pas dans le sang, ils se transforment en cellules de pus et meurent. [7] Les neutrophiles matures sont plus petits que les monocytes et ont un noyau segmenté avec plusieurs sections (deux à cinq segments) chaque section est reliée par des filaments de chromatine. Les neutrophiles ne sortent normalement pas de la moelle osseuse jusqu'à maturité, mais au cours d'une infection, des précurseurs des neutrophiles appelés myélocytes et promyélocytes sont libérés. [8]

Les neutrophiles ont trois stratégies pour attaquer directement les micro-organismes : la phagocytose (ingestion), la libération d'antimicrobiens solubles (y compris les protéines des granules) et la génération de pièges extracellulaires de neutrophiles (TNE). [9] Les neutrophiles sont des phagocytes professionnels : [10] ce sont des mangeurs féroces et engloutissent rapidement des envahisseurs recouverts d'anticorps et de complément, ainsi que des cellules endommagées ou des débris cellulaires. Les granules intracellulaires du neutrophile humain sont reconnus depuis longtemps pour leurs propriétés bactéricides et destructrices de protéines. [11] Les neutrophiles peuvent sécréter des produits qui stimulent les monocytes et les macrophages. Ces sécrétions augmentent la phagocytose et la formation de composés oxygénés réactifs impliqués dans la destruction intracellulaire. [12]

Les neutrophiles ont deux types de granules primaires (azurophiles) (trouvés dans les cellules jeunes) et secondaires (spécifiques) (que l'on trouve dans les cellules plus matures). Les granules primaires contiennent des protéines cationiques et des défensines qui sont utilisées pour tuer les bactéries, les enzymes protéolytiques et la cathepsine G pour décomposer les protéines (bactériennes), le lysozyme pour briser les parois cellulaires bactériennes et la myéloperoxydase (utilisée pour générer des substances toxiques qui tuent les bactéries). [13] De plus, les sécrétions des granules primaires des neutrophiles stimulent la phagocytose des bactéries recouvertes d'anticorps IgG. [14] Les granules secondaires contiennent des composés impliqués dans la formation de composés oxygénés toxiques, de lysozyme et de lactoferrine (utilisée pour extraire le fer essentiel des bactéries). [13] Les pièges extracellulaires des neutrophiles (NET) comprennent un réseau de fibres composées de protéases de chromatine et de sérine qui piègent et tuent les microbes de manière extracellulaire. Le piégeage des bactéries est un rôle particulièrement important pour les TNE dans la septicémie, où les TNE se forment dans les vaisseaux sanguins. [15]

Éosinophiles Modifier

Les éosinophiles ont également des noyaux lobés en forme de rein (deux à quatre lobes). Le nombre de granules dans un éosinophile peut varier car ils ont tendance à se dégranuler lorsqu'ils sont dans la circulation sanguine. [16] Les éosinophiles jouent un rôle crucial dans la destruction des parasites (par exemple, les nématodes entériques) car leurs granules contiennent une protéine basique toxique unique et une protéine cationique (par exemple, la cathepsine [13] ) [17] des récepteurs qui se lient aux IgE sont utilisés pour vous aider dans cette tâche. [18] Ces cellules ont également une capacité limitée à participer à la phagocytose, [19] ce sont des cellules présentatrices d'antigènes professionnelles, elles régulent d'autres fonctions des cellules immunitaires (p. et les fonctions basophiles), [20] ils sont impliqués dans la destruction des cellules tumorales, [16] et ils favorisent la réparation des tissus endommagés. [21] Un polypeptide appelé interleukine-5 interagit avec les éosinophiles et les fait croître et se différencier. Ce polypeptide est produit par les basophiles et par les cellules T-helper 2 (TH2). [17]

Basophiles Modifier

Les basophiles sont l'une des cellules les moins abondantes dans la moelle osseuse et le sang (se produisant à moins de deux pour cent de toutes les cellules). Comme les neutrophiles et les éosinophiles, ils ont des noyaux lobés cependant, ils n'ont que deux lobes, et les filaments de chromatine qui les relient sont peu visibles. Les basophiles ont des récepteurs qui peuvent se lier aux IgE, IgG, au complément et à l'histamine. Le cytoplasme des basophiles contient une quantité variée de granules, ces granules sont généralement suffisamment nombreux pour dissimuler partiellement le noyau. Le contenu en granulés des basophiles est abondant avec de l'histamine, de l'héparine, du sulfate de chondroïtine, de la peroxydase, du facteur d'activation des plaquettes et d'autres substances.

Lorsqu'une infection survient, les basophiles matures sont libérés de la moelle osseuse et se déplacent vers le site de l'infection. [22] Lorsque les basophiles sont blessés, ils libèrent de l'histamine, qui contribue à la réponse inflammatoire qui aide à combattre les organismes envahisseurs. L'histamine provoque une dilatation et une augmentation de la perméabilité des capillaires proches du basophile. Les basophiles et autres leucocytes blessés libèrent une autre substance appelée prostaglandines qui contribue à une augmentation du flux sanguin vers le site de l'infection. Ces deux mécanismes permettent aux éléments de coagulation du sang d'être délivrés à la zone infectée (cela commence le processus de récupération et bloque le déplacement des microbes vers d'autres parties du corps). Une perméabilité accrue du tissu enflammé permet également une plus grande migration des phagocytes vers le site d'infection afin qu'ils puissent consommer des microbes. [19]

Mastocytes Modifier

Les mastocytes sont un type de granulocytes qui sont présents dans les tissus [3] ils médient la défense de l'hôte contre les agents pathogènes (par exemple, les parasites) et les réactions allergiques, en particulier l'anaphylaxie. [3] Les mastocytes sont également impliqués dans la médiation de l'inflammation et de l'auto-immunité, ainsi que dans la médiation et la régulation des réponses du système neuro-immun. [3] [23] [24]

Les granulocytes sont dérivés de cellules souches résidant dans la moelle osseuse. La différenciation de ces cellules souches de cellules souches hématopoïétiques pluripotentes en granulocytes est appelée granulopoïèse. Plusieurs types de cellules intermédiaires existent dans ce processus de différenciation, y compris les myéloblastes et les promyélocytes.

Contenu des granulés Modifier

Des exemples de matières toxiques produites ou libérées par dégranulation par les granulocytes lors de l'ingestion de micro-organismes sont :

Granulocytopénie est une concentration anormalement faible de granulocytes dans le sang. Cette condition réduit la résistance du corps à de nombreuses infections. Les termes étroitement liés incluent l'agranulocytose (étymologiquement, « pas du tout de granulocytes » cliniquement, taux de granulocytes inférieurs à 5 % de la normale) et la neutropénie (déficit en granulocytes neutrophiles). Les granulocytes ne vivent qu'un à deux jours en circulation (quatre jours dans la rate ou d'autres tissus), de sorte que la transfusion de granulocytes en tant que stratégie thérapeutique apporterait un bénéfice de très courte durée. De plus, de nombreuses complications sont associées à une telle procédure.

Il existe généralement un défaut chimiotactique des granulocytes chez les individus souffrant de diabète sucré de type 1.

La recherche suggère que l'administration de transfusions de granulocytes pour prévenir les infections a réduit le nombre de personnes ayant une infection bactérienne ou fongique dans le sang. [25] D'autres recherches suggèrent que les participants recevant des transfusions thérapeutiques de granulocytes ne montrent aucune différence dans l'inversion clinique de l'infection concomitante. [26]

  1. ^ WebMD (2009). "granulocyte". Dictionnaire médical du nouveau monde de Webster (3e éd.). Houghton Mifflin Harcourt. p. 181. ISBN978-0-544-18897-6.
  2. ^
  3. WebMD (2009). "leucocyte, polymorphonucléaire". Dictionnaire médical du nouveau monde de Webster (3e éd.). Houghton Mifflin Harcourt. p. 244. ISBN978-0-544-18897-6.
  4. ^ unebc
  5. Breedveld A, Groot Kormelink T, van Egmond M, de Jong EC (octobre 2017). « Les granulocytes en tant que modulateurs de la fonction des cellules dendritiques ». Journal de biologie des leucocytes. 102 (4) : 1003-1016. doi: 10.1189/jlb.4MR0217-048RR . PMID28642280.
  6. ^
  7. Stvrtinová, Viera Ján Jakubovský et Ivan Hulín (1995). « Les neutrophiles, cellules centrales dans l'inflammation aiguë ». Inflammation et fièvre d'après la physiopathologie : principes de la maladie. Centre de calcul, Académie slovaque des sciences : Presse électronique universitaire. ISBN80-967366-1-2. Archivé de l'original le 31 décembre 2010 . Consulté le 28 mars 2009.
  8. ^ Hoffbrand p. 331
  9. ^ Abbas, chapitre 12, 5e édition [citation complète nécessaire] [page nécessaire]
  10. ^ uneb Sompayrac p. 18
  11. ^
  12. Linderkamp O, Ruef P, Brenner B, Gulbins E, Lang F (décembre 1998). « Déformabilité passive des neutrophiles matures, immatures et actifs chez les nouveau-nés sains et septicémiques ». Recherche pédiatrique. 44 (6) : 946-50. doi: 10.1203/00006450-199812000-00021 . PMID9853933.
  13. ^
  14. Hickey MJ, Kubes P (mai 2009). « Immunité intravasculaire : la rencontre hôte-pathogène dans les vaisseaux sanguins ». Avis sur la nature. Immunologie. 9 (5) : 364-75. doi: 10.1038/nri2532. PMID19390567.
  15. ^ Robinson p. 187 et Ernst p. 7-10
  16. ^ Paoletti p. 62
  17. ^
  18. Soehnlein O, Kenne E, Rotzius P, Eriksson EE, Lindbom L (janvier 2008). « Les produits de sécrétion de neutrophiles régulent l'activité antibactérienne dans les monocytes et les macrophages ». Immunologie Clinique et Expérimentale. 151 (1) : 139–45. doi: 10.1111/j.1365-2249.2007.03532.x. PMC2276935 . PMID17991288.
  19. ^ unebc
  20. Mayer, Gène (2006). « Immunologie — Chapitre un : Immunité innée (non spécifique) ». Manuel en ligne de microbiologie et d'immunologie. École de médecine de l'USC. Consulté le 12 novembre 2008.
  21. ^
  22. Soehnlein O, Kai-Larsen Y, Frithiof R, Sorensen OE, Kenne E, Scharffetter-Kochanek K, et al. (octobre 2008). « Les protéines granulaires primaires des neutrophiles HBP et HNP1-3 stimulent la phagocytose bactérienne par les macrophages humains et murins ». Le Journal d'Investigation Clinique. 118 (10) : 3491-502. doi:10.1172/JCI35740. PMC2532980 . PMID18787642.
  23. ^
  24. Clark SR, Ma AC, Tavener SA, McDonald B, Goodarzi Z, Kelly MM et al. (avril 2007). « La plaquette TLR4 active les pièges extracellulaires des neutrophiles pour piéger les bactéries dans le sang septique ». Médecine naturelle. 13 (4) : 463-9. doi : 10.1038/nm1565. PMID17384648.
  25. ^ uneb
  26. Hess CE. "Éosinophile segmenté". Système de santé de l'Université de Virginie. Récupéré le 2009-04-10.
  27. ^ uneb
  28. Baron, Samuel (éditeur) (1996). Microbiologie médicale (4e édition). EditionThe University of Texas Medical Branch à Galveston. ISBN978-0-9631172-1-2. CS1 maint : texte supplémentaire : liste des auteurs (lien)
  29. ^
  30. Gleich GJ, Adolphson CR (1986). « Le leucocyte éosinophile : structure et fonction ». Avancées en immunologie Volume 39. Avancées en immunologie. 39. p. 177-253. doi:10.1016/S0065-2776(08)60351-X. ISBN978-0-12-022439-5 .
  31. ^ uneb Campbell p. 903
  32. ^
  33. Akuthota P, Wang HB, Spencer LA, Weller PF (août 2008). « Rôles immunorégulateurs des éosinophiles : un nouveau regard sur une cellule familière ». Allergie clinique et expérimentale. 38 (8) : 1254-1263. doi: 10.1111/j.1365-2222.2008.03037.x. PMC2735457 . PMID18727793.
  34. ^
  35. Kariyawasam HH, Robinson DS (avril 2006). « L'éosinophile : la cellule et ses armes, les cytokines, ses localisations ». Séminaires en médecine respiratoire et en soins intensifs. 27 (2) : 117-27. doi: 10.1055/s-2006-939514. PMID16612762.
  36. ^
  37. Hess CE. « Basophile mature ». Système de santé de l'Université de Virginie. Récupéré le 2009-04-10.
  38. ^
  39. Lee DM, Friend DS, Gurish MF, Benoist C, Mathis D, Brenner MB (septembre 2002). « Mastocytes : un lien cellulaire entre les auto-anticorps et l'arthrite inflammatoire ». Science. 297 (5587) : 1689-1692. doi:10.1126/science.1073176. PMID12215644.
  40. ^
  41. Polyzoidis S, Koletsa T, Panagiotidou S, Ashkan K, Theoharides TC (septembre 2015). « Les mastocytes dans les méningiomes et l'inflammation cérébrale ». Journal de Neuroinflammation. 12 (1) : 170. doi:10.1186/s12974-015-0388-3. PMC4573939. PMID26377554. Les MC proviennent d'un progéniteur de la moelle osseuse et développent par la suite différentes caractéristiques phénotypiques localement dans les tissus. Leur gamme de fonctions est large et comprend la participation aux réactions allergiques, l'immunité innée et adaptative, l'inflammation et l'auto-immunité [34]. Dans le cerveau humain, les MC peuvent être localisés dans diverses zones, telles que la tige pituitaire, la glande pinéale, l'area postrema, le plexus choroïde, le thalamus, l'hypothalamus et l'éminence médiane [35]. Dans les méninges, ils se trouvent au sein de la couche durale en association avec les vaisseaux et les terminaisons des nocicepteurs méningés [36]. Les MC ont une caractéristique distincte par rapport aux autres cellules hématopoïétiques en ce sens qu'elles résident dans le cerveau [37]. Les MC contiennent de nombreux granules et sécrètent une abondance de médiateurs préstockés tels que l'hormone de libération de la corticotrophine (CRH), la neurotensine (NT), la substance P (SP), la tryptase, la chymase, le peptide intestinal vasoactif (VIP), le facteur de croissance endothélial vasculaire (VEGF) , le TNF, les prostaglandines, les leucotriènes et des variétés de chimiokines et de cytokines dont certaines sont connues pour perturber l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique (BHE) [38-40].


Résultats et discussion

Dans un premier temps, nous avons choisi d'utiliser le Arabidopsis racine pour valider l'efficacité de notre approche de séquençage d'ARN mononucléaire sans protoplaste en raison des types cellulaires bien étudiés [27] et de la riche ressource de données monocellulaires [11,12,13,14,15,16] de ce tissu. Nous avons directement isolé les noyaux en triant des pointes de racines homogénéisées de 10 jours Arabidopsis plantules sans protoplaste (Fichier complémentaire 1 : Fig. S2). Les noyaux ont été introduits dans la plate-forme 10x Genomics Chromium pour obtenir des modèles d'ADNc pleine longueur marqués avec des codes-barres spécifiques au noyau, qui sont ensuite divisés en deux parties égales et utilisés pour construire des bibliothèques à lecture courte Illumina et à lecture longue Nanopore, respectivement (Fig. 1a).

À partir de la bibliothèque Illumina, nous avons obtenu un total de 1186 transcriptomes mononucléés couvrant 18 913 gènes, avec une médiane gènes/noyau à 810 et des UMI/noyau médians à 1131. Il convient de noter que la proportion d'ARNm contenant des introns est extrêmement élevée dans noyau végétal : 54 % contre moins de 2 % dans les ARN totaux [28] (Fig. 1b). Après avoir généré la matrice d'abondance des gènes cellulaires à partir des données d'Illumina, nous avons utilisé une méthode de clustering non biaisée basée sur des graphes Louvain [29] et identifié 14 clusters cellulaires distincts (Fig. 1c). Nous avons ensuite appliqué un ensemble de gènes marqueurs spécifiques au type de cellule fournis dans une récente étude massive sur une seule cellule de Arabidopsis roots [17] pour annoter chaque cluster (voir la section « Méthodes », Fichier complémentaire 2 : Tableau S1). Nous avons pu attribuer des types de cellules aux 14 clusters et identifié 10 principaux types de cellules racines précédemment rapportés (Fig. 1c, Fichier supplémentaire 1 : Fig. S3), avec les transcriptions de signature pour chaque type de cellule enrichies dans le cluster correspondant (Fig. 1d, fichier supplémentaire 1 : Fig. S4). Conformément aux rapports précédents [11,12,13,14,15,16], nous avons également remarqué que certains types de cellules de nos résultats sont composés de plusieurs clusters, tels que les niches de cellules souches (clusters 1, 4 et 12), matures non-cheveux (groupes 2 et 6) et endoderme (groupes 5 et 8) (Fig. 1c), démontrant une hétérogénéité supplémentaire (types de sous-cellules) au sein des types de cellules. De plus, nous avons trouvé que les mêmes gènes marqueurs de type sous-cellulaire de l'endoderme sont enrichis dans chacun de ses types de sous-cellules correspondants, comme indiqué dans Zhang et al. [15] (Fichier supplémentaire 1 : Fig. S5), démontrant la robustesse de nos données mononucléaires. De plus, nous avons utilisé l'algorithme Scanorama [30] pour comparer notre ensemble de données avec plusieurs ensembles de données unicellulaires récemment publiés provenant de protoplastes [11, 12, 14, 15, 16]. La matrice d'abondance d'expression de notre ensemble de données à noyau unique ressemble étroitement à l'ensemble de données à cellule unique basé sur le protoplaste généré à partir du même tissu (semis de 10 jours, pointes de racines primaires de 0,5 mm) [15] (Fig. 2a, b). Ensemble, nous avons démontré que les transcriptomes du noyau unique sont suffisants pour l'identification du type cellulaire et peuvent être utilisés comme une alternative fiable aux protoplastes.

L'ensemble de données généré par flsnRNA-seq est cohérent avec scRNA-seq à base de protoplastes. une Heatmap représente le score d'alignement entre les données à noyau unique et les ensembles de données à cellule unique générés à partir de la plate-forme 10x Genomics. Le score d'alignement est calculé par Scanorama [30]. Un score d'alignement plus élevé indique une similarité plus élevée entre une paire de jeux de données. b Intégration par paire de deux ensembles de données de cellule/noyau unique. L'effet batch est supprimé par Scanorama. La matrice d'expression est sous-échantillonnée à la même dimension que les données à noyau unique

En ce qui concerne l'analyse des données de Nanopore, un défi majeur est que la précision de séquençage relativement faible de Nanopore (

95% par base) rend difficile la reconnaissance correcte des codes-barres des cellules et des informations UMI sur chaque lecture Nanopore. Pour résoudre ce problème, Lebrigand et al. a développé une méthode nommée Sicelore pour utiliser les lectures courtes Illumina générées à partir de la même bibliothèque d'ADNc que le guide pour allouer les lectures Nanopore [24]. Sicelore recherche à la fois la séquence polyA et la séquence adaptatrice et définit la région entre ces deux en tant que code-barres et UMI potentiels. Cependant, cet algorithme repose sur la reconnaissance de la séquence de queue polyA générée par le logiciel d'appel de base Nanopore, qui a tendance à fortement sous-estimer la longueur de la queue polyA [31]. Nous avons essayé d'améliorer encore Sicelore en développant un algorithme polyA-indépendant (nommé snuupy), qui recherche les codes-barres cellulaires et les UMI dans la région non mappée des lectures Nanopore (voir la section « Méthodes » et le fichier supplémentaire 1 : Fig. S1, Fig. 3a). En conséquence, snuupy récupère 20% de lectures supplémentaires à partir de nos données Nanopore par rapport à l'utilisation de Sicelore [24] (Fig. 3b). Après un traitement snuupy, nous avons obtenu 1169 transcriptomes à noyau unique à lecture longue à partir des données de Nanopore (par rapport aux 1186 des données d'Illumina). Les comptes d'UMI médians par noyau (729) et les comptes de gènes médians par noyau (563) à partir des données de Nanopore sont

70% du nombre d'Illumina, respectivement, et très cohérent dans tous les noyaux (Fig. 3c). Le résultat de regroupement à l'aide de la matrice d'abondance Nanopore ressemble beaucoup à celui généré par les données Illumina (Fig. 3d, e), suggérant que les données Nanopore elles-mêmes sont suffisantes pour la classification des types cellulaires, conformément à une récente analyse unicellulaire à grande échelle chez l'homme et la souris. cellules entièrement réalisées avec des données Nanopore [24, 25].

Snuupy attribue des codes-barres aux cellules et des UMI pour les lectures Nanopore en fonction des informations des données Illumina. une L'organigramme montre la différence entre snuupy et Sicelore. b Chevauchement entre les lectures allouées par snuupy et Sicelore. c Nombres d'UMI (à gauche) et de gènes (à droite) détectés dans chaque noyau à partir des données Illumina et Nanopore. Visualisation UMAP des types de cellules racinaires regroupées à l'aide des informations d'abondance provenant des données à noyau unique de Nanopore. La couleur de la cellule est la même que sur la figure 1c. e Visualisation UMAP de l'intégration de deux jeux de données. L'effet batch est supprimé par Scanorama [30]. Le score d'alignement est calculé par Scanorama et dans la plage de 0 à 1. Un score d'alignement plus élevé indique une plus grande similarité entre une paire de jeux de données

La bibliothèque Nanopore à lecture longue à noyau unique fournit des informations au niveau des isoformes telles que l'épissage et l'APA, par rapport à la bibliothèque Illumina qui ne capture que les informations sur l'abondance des transcrits. Par conséquent, nous avons généré deux matrices d'isoformes supplémentaires pour suivre l'épissage et l'APA dans un noyau unique, respectivement (Fig. 4a et Fichier supplémentaire 1 : Fig. S6), et les avons combinées avec la matrice d'abondance Illumina pour un clustering multicouche, pour tester si ces extra couches d'informations pourraient améliorer la classification des types de cellules. En effet, nous avons constaté que le cluster d'origine 2 (mature sans cheveux) et le cluster 10 (cortex) des données Illumina (Fig. 1c) peuvent être séparés en deux clusters de type sous-cellule après le clustering multicouche (Fig. 4a). À titre d'exemple, d'après les données d'Illumina, les transcrits d'AT3G19010 sont présents dans les deux sous-cellules de type 2.1 et 2.2 (Fig. 4b, c), tandis que les données de Nanopore ont révélé une grande différence au niveau de l'épissage de ce gène entre les deux sous-clusters. , avec le deuxième intron largement non épissé dans le type de sous-cellule 2.2 (Fig. 4d). Il est à noter que, JAZ7, le premier gène enrichi du groupe 2.2 (Fig. 4e), peut réguler l'épissage pendant la réponse au jasmonate [32], ce qui implique un potentiel fascinant de régulation de l'épissage spécifique au type cellulaire qui pourrait être étudié avec flnsRNA-seq.

L'ARN-seq à un seul noyau à lecture longue de Nanopore améliore l'identification du type de cellule. une Les matrices multicouches combinant la matrice d'abondance Illumina avec l'épissage Nanopore et les informations APA améliorent l'identification du type de cellule. b, c Tracé du navigateur du génome des lectures d'Illumina (b) et Nanopore lit (c) aligné sur le gène AT3G19010. Le deuxième intron d'AT3G1910 montre différents modèles d'épissage entre le cluster 2.1 et le cluster 2.2. La pointe de flèche rouge indique le deuxième intron. Les différences dans les modèles d'épissage entre deux grappes ont été testées à l'aide du test exact de Fisher, et le p la valeur est inférieure à 0,001. La barre rouge à l'extrémité 3′ des lectures Nanopore (bleu) indique la queue Poly (A). La visualisation UMAP montre la distribution de l'abondance d'AT3G19010 ainsi que l'épissage différentiel du deuxième intron entre le cluster 2.1 et le cluster 2.2. e Les 25 principaux gènes enrichis dans le cluster 2.2 sont classés par score enrichi par rapport au cluster 2.1 (panneau supérieur) et la visualisation UMAP montre la distribution d'abondance du gène le plus enrichi JAZ7 (panneau inférieur). Le score enrichi est calculé en utilisant fonction rank_genes_groups de Scanpy. La pointe de flèche rouge indique le gène le plus enrichi dans le cluster 2.2

Après avoir établi flsnRNA-seq à l'aide de tissu racinaire bien documenté, nous avons appliqué cette méthode pour étudier d'autres tissus qui n'avaient pas été caractérisés auparavant au niveau unicellulaire en raison des difficultés à obtenir les protoplastes correspondants. Chez les plantes à fleurs, le développement des graines est initié par une double fécondation, au cours de laquelle l'ovule et la cellule centrale fusionnent avec les spermatozoïdes respectivement pour former l'embryon et l'endosperme [33]. L'endosperme est incrusté dans le tégument et responsable de la fourniture de nutriments du parent maternel à l'embryon en développement [34, 35]. Dans Arabidopsis endosperme, le noyau primaire formé après la fécondation subit plusieurs cycles de divisions nucléaires rapides sans cytokinèse, résultant en une cellule multinucléée appelée syncytium, qui s'est ensuite cellularisée et différenciée en trois domaines de l'endosperme : le micropylaire, le périphérique central et le chalaze [36, 37] ( 5a). La cellularisation du syncytium est critique pour la viabilité de l'embryon [34], et ce processus est initié lorsque l'embryon atteint le stade cardiaque, à partir du domaine micropylaire et progresse progressivement vers la périphérie centrale selon un schéma en forme d'onde et atteint finalement la zone chalazale [38 ]. Les transcriptomes de divers stades de développement de l'endosperme volumineux ont été bien documentés à l'aide de puces à ADN ou d'ARN-seq [39,40,41,42,43,44,45] cependant, l'endosperme n'a pas encore été caractérisé au niveau unicellulaire en raison de défis techniques dans la génération de protoplastes à partir de l'endosperme.

flsnRNA-seq capture la variation des niveaux de rétention d'intron de différents clusters. une Visualisation UMAP du résultat de regroupement à l'aide de données à noyau unique Illumina (panneau de gauche) et illustration de bande dessinée des principaux types de cellules dans Arabidopsis endosperme au stade cardiaque (panneau de droite). b Visualisation UMAP du rapport incomplètement épissé calculé par des lectures complètes de Nanopore. c Visualisation par barplot du rapport incomplètement épissé de chaque cluster. Les différences dans les rapports incomplètement épissés entre chaque groupe et tous les autres groupes ont été testées à l'aide d'un test unilatéral de Kolmogorov-Smirnov. « *** » indique que le p la valeur est inférieure à 0,001. Quantification des noyaux avec chaque type cellulaire par cluster. Le nombre représente le nombre de noyaux et la couleur représente la proportion de types de cellules dans chaque groupe. e Analyse d'enrichissement à terme GO des 93 gènes enrichis pour le groupe 4. Seuls les termes des composants cellulaires sont tracés. « * » et « *** » indiquent que le p la valeur est inférieure à 0,05 et 0,001, respectivement

Ici, nous avons appliqué flsnRNA-seq à l'endosperme multinucléé isolé des ovules au stade cardiaque de Arabidopsis et généré à la fois les bibliothèques Illumina et Nanopore 10x. Nous avons obtenu 576 noyaux à partir des données Illumina, avec les gènes/noyau médians à 645 et les UMI/noyau médians à 853. Tous les 576 noyaux ont été capturés par la bibliothèque Nanopore, avec les gènes/noyau médians à 300 et les UMI/noyau médians à 362 (Fichier supplémentaire 1 : Fig. S7). Sur la base de la matrice d'abondance d'Illumina, nous avons identifié six clusters en utilisant la méthode de Louvain (Fig. 5a). Ensuite, nous avons utilisé les données de transcription pleine longueur de Nanopore pour analyser les introns retenus dans chaque noyau et avons constaté que les noyaux du groupe 4, un groupe majeur qui représente 14% des noyaux totaux, présentent un rapport élevé distinct de transcriptions incomplètement épissés (Fig. 5b, c). Plusieurs études antérieures ont établi qu'une accumulation accrue de lectures introniques est un indicateur de l'activation de la transcription [46, 47], et le rapport entre le précurseur non épissé et les transcrits matures épissés a été largement utilisé pour estimer la vitesse de l'ARN [48, 49]. Le rapport élevé de transcrits incomplètement épissés dans ce groupe particulier de noyaux d'endosperme peut refléter une dégradation retardée du pré-ARNm, un taux de renouvellement des introns perturbé ou une activation globale de la transcription. Ensuite, nous avons attribué le type de cellule de chaque noyau à l'aide de gènes enrichis en type de cellule précédemment rapportés au stade cardiaque [50, 51] et avons constaté que la majorité des noyaux du groupe 4 sont annotés comme endosperme micropylaire (Fig. 5d). De plus, l'analyse de l'ontologie génique (GO) des gènes régulés à la hausse dans le groupe 4 a révélé que tous les termes des composants cellulaires enrichis sont liés à la membrane (Fig. 5e, fichier supplémentaire 2 : tableau S3), suggérant que ces noyaux sont sur le point de former la membrane cellulaire et d'entrer l'étape de cellularisation, en accord avec l'observation précédente selon laquelle la cellularisation de la Arabidopsis l'endosperme est d'abord initié au niveau de l'endosperme micropylaire [38, 52]. Par conséquent, notre méthode a identifié un groupe unique de noyaux d'endosperme avec une proportion élevée de transcrits incomplètement épissés, et une enquête plus approfondie pourrait déterminer si cela est dû à l'augmentation de la transcription ou au retard dans l'épissage.


Noyaux lobés ou segmentés

Granulocytes du système immunitaire

Le système immunitaire des vertébrés contient une variété de globules blancs de la lignée myéloïde, appelés granulocytes pour leur aspect cytoplasmique sous colorant hématoxyline et éosine. Les granulocytes ont été communément reconnus et distingués histologiquement par leurs formes et tailles nucléaires. Ils contiennent des noyaux multilobés, chaque lobe étant relié par une courte région de nucléoplasme (Fig.  1b). Parmi les granulocytes, les éosinophiles ont le moins de lobes. Leur noyau bilobé et leur coloration intense à l'éosine signifient qu'ils sont souvent décrits par les étudiants en histologie comme un visage brûlé par le soleil portant des lunettes de soleil sombres. Une grande partie de la variation au sein de chaque type de cellule se trouve dans le nombre de lobes, un nombre accru de lobes est appelé hypersegmentation. L'hypersegmentation des éosinophiles est rare, mais a été observée dans la pneumonie à éosinophiles aiguë, avec un nombre de lobes augmenté à trois ou quatre lobes (Maeno et al. 2000), et pourrait être liée à une stimulation avec des lymphokines (Chihara et Nakajima 1989). Chez les basophiles, l'hypersegmentation est également rare mais a été occasionnellement observée (Xu 2014). Cependant, la plupart des études sur la structure nucléaire des granulocytes ont été réalisées sur les neutrophiles.

Neutrophiles

Les neutrophiles de mammifères et les hétérophiles aviaires ou reptiliens (Claver et Quaglia 2009) ont des noyaux multilobés segmentés, contenant généralement entre deux et cinq lobes, séparés par de minces filaments de nucléoplasme avec peu ou pas de chromatine interne. La structure lobée se développe à partir d'un précurseur de myélocyte sphérique, augmentant progressivement le nombre et l'importance des lobes à travers les stades concaves des métamyélocytes et des cellules en bande jusqu'au neutrophile mature (Fig.  1b).

La peinture chromosomique et l'analyse 3D ont montré que la plupart des chromosomes sont répartis au hasard dans les lobes des neutrophiles, mais l'organisation peut changer lors de la stimulation bactérienne (Yerle-Bouissou et al. 2009 Mompart et al. 2013). Au sein de chaque lobe, l'organisation de la chromatine suit un arrangement général basé sur la densité des gènes, dans lequel la chromatine pauvre en gènes est située vers la périphérie nucléaire et la chromatine dense en gènes plus interne (H࿋ner et al. 2015). Curieusement, le chromosome X inactif chez les femmes se trouve fréquemment dans un lobe terminal, souvent avec une apparence distincte de &# x02018drumstick&# x02019 (Karni et al. 2001), et il semble que la position du X inactif dans le myélocyte précurseur peut déterminer la polarité du neutrophile. On ne sait toujours pas comment la polarité est déterminée dans les neutrophiles XY.

L'hypersegmentation des neutrophiles, à six lobes ou plus, est associée aux anémies mégaloblastiques, telles que le résultat de carences en vitamine B12 et en acide folique, et à l'anémie ferriprive (Westerman et al. 1999). Il est également associé au syndrome de Boucher-Neuhäuser (Umehara et al. 2010 Koh et al. 2015), une anomalie métabolique des lipides. Chez le rat, une carence en vitamine A a provoqué une hypersegmentation, liée à un besoin en rétinoïdes pour la différenciation des promyélocytes en neutrophiles matures (Twining et al. 1996). Par conséquent, il existe clairement de nombreuses voies qui contribuent à l'établissement d'une morphologie nucléaire lobée. Mais à quoi ça sert ?

Signification fonctionnelle d'un noyau lobé

On pense que l'arrangement lobulaire rend le noyau plus facile à déformer et, par conséquent, aide les neutrophiles à traverser plus facilement de petites lacunes dans l'endothélium et la matrice extracellulaire (Hoffmann et al. 2007) granulocytes avec des défauts dans les récepteurs de la lamine B (un composant de la membrane nucléaire interne) sont incapables d'adopter une forme segmentée normale, ont moins de lobes (Hoffmann et al. 2002) et sont moins aptes à traverser ces petits espaces. Les neutrophiles ont également une plus grande variabilité dans la longueur de l'ADN de liaison entre les nucléosomes que les populations de lymphocytes T (Valouev et al. 2011), indiquant une flexibilité accrue de la chromatine.

Cependant, les neutrophiles ne sont pas la seule cellule migratrice en circulation, les monocytes circulants, par exemple, ont un noyau lobé mais, comme décrit ci-dessous, les lobes sont plus gros et moins nombreux. Les monocytes sont également suffisamment flexibles pour pénétrer dans les tissus, après quoi ils se différencient en divers autres types de cellules, y compris les macrophages. En effet, des comparaisons de la migration des monocytes et des neutrophiles suggèrent que les monocytes sont au moins aussi flexibles lorsqu'ils pénètrent dans les membranes basales, et que la migration des neutrophiles est facilitée par la réorganisation de la matrice extracellulaire via le clivage protéolytique des laminines (Voisin et al. 2009). Les fibrocytes et lymphocytes circulants mentionnés ci-dessous sont également migrateurs et ont respectivement des noyaux fusiformes et sphériques.

Par conséquent, bien que la forme lobulaire des neutrophiles puisse faciliter la migration, elle n'est pas strictement nécessaire à la migration. Pourquoi alors les neutrophiles devraient-ils adopter des lobes, alors que d'autres cellules ne le font pas ? La réponse réside peut-être dans la durée de vie des cellules. La demi-vie d'un neutrophile en circulation est d'environ 6 h (Summers et al. 2010). Bien que les monocytes circulants ne vivent que quelques jours, les macrophages peuvent vivre pendant des mois dans un tissu, tout comme les lymphocytes.

Les granulocytes ont une teneur en protéines lamine inférieure à celle des macrophages ou des monocytes, principalement une perte des lamines A et C, avec une augmentation de la lamine B (Hoffmann et al. 2007). Les protéines de lamine, comme décrit plus en détail plus tard, fournissent un support structurel au noyau et protègent contre les dommages causés par les contraintes mécaniques. En particulier, le rapport de la lamine A:B équilibre la rigidité du noyau contre son élasticité (Shin et al. 2013). En conséquence, les défauts des lamines associés au vieillissement normal affectent la forme nucléaire de tous les granulocytes (Scaffidi et al. 2005 Chan et al. 2010), en raison de modifications de la rigidité et de la structure de la lame nucléaire. Ces défauts structurels liés à l'âge sont également observés dans les laminopathies telles que le syndrome de Hutchinson-Gilford Progeria (Worman et Courvalin 2005).

De plus, des rats traités avec du cyclophosphamide (un agent de réticulation de l'ADN qui perturbe la réplication de l'ADN) ont des neutrophiles tétraploïdes hypersegmentés dans leur sang (Kotelnikov et al. 1988). Le mécanisme sous-jacent à l'hypersegmentation semble être à la fois des échecs lors de la synthèse de l'ADN et des dommages à l'ADN ou la perte de l'intégrité structurelle nucléaire. Par conséquent, il semble que la flexibilité supplémentaire des noyaux neutrophiles se fasse au prix d'une réduction de leur durée de vie (Harada et al. 2014), un coût que d'autres types de cellules à plus longue durée de vie ne peuvent pas supporter.

Pièges extracellulaires de neutrophiles

Les neutrophiles sont capables d'une forme de mort cellulaire appelée ‘NETosis’. Ils produisent des mailles de chromatine complexées avec des protéines cytoplasmiques, appelées pièges extracellulaires neutrophiles (NET), qui capturent les bactéries (Brinkmann et Zychlinsky 2007 Brinkmann et Zychlinsky 2012). De tels pièges ont été observés dans des types de cellules orthologues chez des vertébrés. Au cours du processus de formation de NET, le noyau perd sa structure lobulaire et la chromatine se décondense. Les membranes nucléaires et cellulaires se décomposent, libérant la NET dans l'espace extracellulaire sur 𢏁𠄴 h. Dans des circonstances particulières, comme en réponse à Staphylococcus aureus, les neutrophiles peuvent être capables de générer des TNE sans lyse de la cellule, en générant des vésicules remplies de chromatine qui se rompent après le bourgeonnement, un processus qui peut se produire en quelques minutes à une heure (Pilsczek et al. 2010).

Fait intéressant, les TNE (ou équivalents) peuvent être produites par d'autres leucocytes en plus des neutrophiles (Goldmann et Medina 2013), tels que les mastocytes et les éosinophiles. On ne sait pas encore si la structure lobulaire du noyau des granulocytes est pertinente pour la formation des TNE (Veda 2011), et des études sont nécessaires pour tester les effets de la stabilité structurelle réduite du noyau sur la vitesse ou la facilité avec laquelle les TNE peuvent se former. .

Monocytes et macrophages

Les monocytes ont un noyau bilobé (Fig.  1c), qui se présente fréquemment dans les coupes de tissus et les frottis sanguins sous la forme d'un noyau en forme de U ou de rein. La structure lobée apparaît dans les promonocytes, où un noyau sphérique initial acquiert une indentation qui se développe dans la séparation des lobes (Fawcett 1970). La raison de la structure lobée n'est pas encore claire, peut-être qu'elle contribue à la flexibilité du noyau, mais laisse le noyau moins sensible aux dommages que les granulocytes hautement segmentés.

Le noyau devient généralement plus arrondi après le recrutement dans les tissus et une différenciation plus poussée en une variété de macrophages et d'autres types de cellules (Mosser et Edwards 2008). A haute résolution, une nette différence est observable dans la distribution de la chromatine au sein des noyaux. Les domaines de chromatine dans les monocytes sont agrégés en grappes, avec des canaux et des espaces entre eux. Dans les monocytes, et même dans les granulocytes, les canaux et les espaces au sein du noyau sont grands et peuvent faciliter la déformation de la chromatine lors de la migration (H&# x000fcbner et al. 2015).

Même après différenciation en macrophage, le noyau cellulaire peut subir une déformation importante en réponse aux conditions environnementales. Des exemples de remodelage nucléaire des macrophages peuvent être observés sur les images de microscopie électronique (Sato-Nishiwaki et al. 2013), et le noyau est à la fois déplacé avec la cellule et remodelé de rond à réniforme en réponse à Bacillus anthricis toxine de l'œdème (Trescos et al. 2015). Il convient de noter que les macrophages restent fonctionnellement plastiques, ils peuvent changer de rôle avec une relative facilité (Mosser et Edwards 2008), et peut-être que le noyau facilement déformable facilite cela via des impacts sur la régulation transcriptionnelle.

De nombreuses questions demeurent sur ces cellules. Les macrophages individuels peuvent fusionner en macrophages géants (voir Fig.  1c ), censés améliorer l'efficacité de la phagocytose (McNally et Anderson 2011). Les images de microscopie électronique montrent un tassement dense et une distorsion des noyaux adjacents dans les cellules géantes (Sutton et Weiss 1966), mais comment ces formes affectent-elles la fonction et quelle est la pertinence de la position nucléaire dans ces cellules, telles que les cellules géantes de type Langhans dans lesquelles noyaux forment un fer à cheval autour de la périphérie?

Mégacaryocytes

Les mégacaryocytes sont les cellules précurseurs à partir desquelles les plaquettes vont se développer par fragmentation du cytoplasme. Leurs gros noyaux multilobés sont produits par des cycles successifs d'endomitose, c'est-à-dire une division cellulaire au cours de laquelle le cycle mitotique s'arrête pendant l'anaphase, en sautant la télophase et la cytokinèse (Patel et al. 2005). Il en résulte un gros noyau avec une teneur en ADN variable de 4 à 128 N.

Contrairement aux granulocytes, les lobes apparaissent groupés, comme une grappe de raisin, plutôt que séparés par des brins. De plus, il semble y avoir une différence dans les schémas de ségrégation chromosomique entre les cellules à ploïdie élevée et faible (Papadantonakis et al. 2008). Bien que les noyaux soient variables en morphologie entre les cellules, il existe des apparences morphologiques claires qui peuvent être utilisées pour identifier des pathologies. Par exemple, les troubles myéloprolifératifs chroniques s'accompagnent souvent d'irrégularités morphologiques et d'une variation accrue du nombre de lobes (Ballarò et al. 2008), probablement un symptôme de perturbations de la structure de l'enveloppe nucléaire. Les mégacaryocytes multinucléés, comme cela peut survenir dans les dysplasies, semblent résulter d'une progression supplémentaire à travers le cycle mitotique (Münch et al. 2011).

On ne sait toujours pas quelle est la pertinence fonctionnelle de la ploïdie ou de la lobulation dans les mégacaryocytes, ils présentent une amplification de l'expression génique fonctionnelle résultant de la polyploïdie, mais des études tentant de lier la formation des plaquettes à la ploïdie et à la morphologie ont donné des résultats peu concluants à ce jour (Machlus et Italiano 2013). Un autre noyau polyploïde commun chez les mammifères, celui de l'hépatocyte, n'est pas lobé, mais tend seulement à atteindre 8 N. Par conséquent, il reste difficile de savoir si la lobulation est une réponse physique à la plus grande ploïdie, ou le résultat d'une différenciation héritée ou de voies de programmation partagées avec les lignées de granulocytes.


Essai sur le cycle de vie du Ginkgo Biloba | Gymnospermes | Botanique

Lisez cet essai pour en savoir plus sur le cycle de vie du ginkgo biloba, expliqué à l'aide de schémas adaptés.

Sporophyte de Ginkgo Biloba:

Le Ginkgo biloba est un grand arbre à feuilles caduques (jusqu'à 30 m de hauteur) donnant lieu à un schéma de ramification très irrégulier. La ramification est limitée à la partie supérieure de la tige, donnant ainsi à l'arbre un modèle de croissance ex-courant. Les rameaux sont dimorphes, portant deux types de pousses longues et des pousses naines (Fig. 1.35).

Les feuilles présentent également un dimorphisme, celles présentes sur la longue pousse sont profondément lobées, tandis que celles des pousses naines sont soit moins profondément lobées, soit entières. G. biloba a un système de racines pivotantes qui possède de fortes racines latérales qui pénètrent profondément dans le sol.

Les plantes sont dioïques. Les arbres mâles et femelles ne se distinguent qu'après la production de structures reproductrices sur eux.

La reproduction:

Le Ginkgo biloba se reproduit sexuellement. Le Ginkgo est dioïque. Morphologiquement, les plantes mâles et femelles sont indiscernables avant la formation des organes reproducteurs. Cependant, les arbres mâles et femelles peuvent être distingués cytologiquement à un stade précoce.

Chez la plante femelle, sur les 24 chromosomes, quatre sont des chromosomes porteurs de satellites, tandis que chez la plante mâle, trois chromosomes sont porteurs de satellites. Comme les cycadales, les structures de reproduction du Ginkgo sont les plus primitives parmi les plantes à graines vivantes.

Les strobiles mâles se développent à l'aisselle des feuilles ou sur les côtés des bases des pétioles présentes sur les pousses naines (Fig. 1.40A). Le strobile mâle est une structure lâche et se compose d'un axe central pédonculé (2-3 cm de long) sur lequel de nombreuses microsporo-shyphylles sont disposées en spirale. Un strobile mâle ressemble à une inflorescence de chatons d'angiospermes (Fig. 1.40 A).

Chaque microsporophylle a une longue tige mince se terminant par une partie en forme de bouton ou une bosse. Il porte deux microsporanges pendants (Fig. 1.40B). La bosse est toujours munie d'un conduit de mucilage.

La nature morphologique de la bosse est encore une question ouverte. Selon certains botanistes, la bosse représente un sporange abortif et la cavité du mucilage représente un tissu sporogène abortif. Dans de rares cas, une microsporophylle porte trois sporanges.

Les microsporanges se développent à partir d'une cellule archesporiale hypodermique de la microsporophylle. Un microsporange mature est constitué d'une paroi multicouche, d'un tapetum et de cellules mères de microspores.

Il est important de noter que 1 à 3 couches hypodermiques développent un épaississement fibreux représentant un endothécie comme dans l'angiosperme. En ce point, le Ginkgo diffère des autres gymnospermes où la couche la plus externe du microsporange développe un épaississement fibreux représentant un exothèque.

À l'intérieur du sporange, chaque cellule mère de microspores produit quatre microspores ou grains de pollen par division méiotique. Le grain de pollen est de forme ovale avec une ouverture monosulcate. Chaque grain est délimité par deux couches de paroi concentriques : l'exine externe épaisse et l'intine mince interne.

L'exine n'est pas continue, étant absente dans la région d'ouverture supérieure. La déhiscence des sporan­gia s'effectue par des fentes longitudinales. Au moment de la déhiscence, les sporanges sont séparés en raison du rétrécissement de la cavité du mucilage de la bosse.

Strobile femelle:

Les strobiles femelles se développent à l'aisselle d'une feuille ou d'une écaille présente sur les pousses naines (Fig. 1.41). Les strobiles femelles sont des structures très réduites. Chaque strobile se compose d'une longue tige ou d'un pédoncule qui bifurque à son sommet et chaque branche porte généralement un seul ovule sessile (Fig. 1.42A).

Sur les deux ovules, l'un reste viable tandis que l'autre avorte à un stade précoce. Parfois, les deux ovules deviennent viables et se développent en graines. La base de chaque ovule est entourée d'une cupule charnue appelée collerette.

La plupart des scientifiques pensaient que le strobile femelle de G. biloba est une structure très réduite et que le collier représente une mégasporo-shyphylle réduite. Parfois, le collier peut se transformer en une pousse feuillue - cela soutient cette hypothèse.

De plus, le pédoncule portant deux ovules présente quatre traces vasculaires, deux dans chaque ovule (fig. 1.42B), représentant ainsi l'axe d'un stro­bilus femelle portant deux mégasporophylles. Certaines anomalies ont également été observées lorsqu'un seul pédoncule porte de nombreux ovules. Dans de telles conditions, le nombre de traces vasculaires dans le pédoncule serait le double du nombre d'ovules.

Pankow et Sothman (1967) étaient en désaccord sur la nature sporophylle du collier. Ils considéraient les ovules de Ginkgo biloba comme caulinaires et terminaux sur l'axe latéral. Ils ont fait valoir que le col­lar est dépourvu de tout apport vasculaire et se développe après la formation du tégument.

L'ovule du Ginkgo est semblable à celui du Cycas. Les ovules sont orthotropes, unitegmiques et crassinucellés (avec un tissu nucléaire massif). Dans le jeune ovule, le tégument est libre du nucelle, sauf à l'extrémité chalaze, tandis que dans un ovule mûr, le tégument est fusionné avec le nucelle sauf à l'apex en raison de l'élargissement de l'extrémité chalaze (Fig. 1.42B).

L'ovule a un nucelle massif en forme de bec (Fig. 1.42A). Dans un ovule pré-pollinisé, les cellules nucellaires apicales dégénèrent pour former une chambre pollinique profonde et la pollinisation chute.

Le tégument unique se différencie en trois couches :

L'extérieur charnu avec de nombreuses cavités de mucilage, le milieu pierreux et l'intérieur charnu, finit par devenir papyracé. L'ovule est pourvu de deux traces vasculaires qui pénètrent dans la couche charnue interne atteignant la partie libre du nucelle.

Mégasporogenèse:

Une cellule profondément située du nucelle se différencie en une grande cellule mère mégaspore.

La cellule mère de la mégaspore est entourée d'un tissu spongieux bien développé. À un stade ultérieur, les cellules du tissu spongieux adjacentes au gamétophyte en expansion perdent leurs parois cellulaires. La paroi cellulaire mère méga­spore s'épaissit en raison du développement d'une paroi à double couche. Maintenant, la cellule mère de la mégaspore subit une division méiotique pour former une tétrade de revêtement de quatre mégaspores.

Les trois mégaspores supérieures dégénèrent, tandis que la plus inférieure devient fonctionnelle.

Gétophyte du Ginkgo Biloba:

Les spores (soit des microspores soit des mégashypores) représentent la première phase de la génération des gamétophytes. La microspore ou grain de pollen est le gamétophyte mâle, tandis que la mégaspore est le premier stade du gamétophyte femelle qui se développe en un gamétophyte femelle.

Développement du gamétophyte mâle avant la pollinisation:

Le noyau pollinique subit une division mitotique pour produire une petite première cellule prothalienne en forme de lentille vers l'extrémité proximale (opposée à l'ouverture) et une grande cellule centrale sur l'extrémité distale (Fig. 1.43A). La cellule prothalle ne se divise pas, tandis que la cellule centrale se divise pour former une deuxième cellule prothalle et une initiale anthéridienne (Fig. 1.43B).

La première cellule prothalle est éphémère, tandis que la deuxième cellule prothalle est persistante. L'initiale anthéridienne coupe une petite cellule anthéridienne et une grande cellule tubulaire (Fig. 1.43C). Les grains de pollen sont libérés du microsporange à ce stade à 4 cellules (2 cellules proshythalliales, une cellule anthéridienne et une cellule tubaire).

Développement du gamétophyte mâle après pollinisation:

Le développement ultérieur du gaméto­phyte mâle commence dans le mois qui suit la pollinisation. La cellule tubulaire du pollen sort par l'ouverture sous la forme d'un tube pollinique. Le tube se dirige vers l'archégone, pénétrant le tissu nucellaire de l'ovule. La cellule anthéridienne dans le tube pollinique se divise pour produire une cellule tige et une cellule spermatogène (corps) (Fig. 1.43D).

La cellule spermatogène grossit considérablement et deux blépharoplastes se développent à ses deux extrémités opposées juste avant la fécondation. La cellule spermatogène se divise verticalement pour former deux spermatozoïdes (gamètes mâles) (Fig. 1.43E). Les spermatozoïdes de Ginkgo sont très similaires à ceux de Cycas, sauf qu'ils sont de plus petite taille, que les cils légèrement allongés et disposés en spirale sont principalement confinés à la région apicale.

Développement du gamélophyte femelle:

Le gamétophyte femelle du Ginkgo se développe à partir de la mégaspore fonctionnelle qui s'agrandit considérablement et est entourée d'une membrane épaisse (Fig. 1.44A).

Le noyau de la mégaspore se divise par mitose, sans formation de paroi, formant un grand nombre de noyaux libres (jusqu'à 8 000 noyaux libres) (Fig. 1.44B). Les noyaux sont limités à un mince film de cytoplasme à la périphérie, ce qui entraîne la formation d'une grande vacuole centrale (Fig. 1.44C).

Par la suite, la formation de la paroi cellulaire commence de manière centripète de la périphérie vers l'intérieur (Fig. 1.44D), en conséquence la vacuole est oblitérée. L'ensemble du gamétophyte devient cellulaire et le tissu ainsi formé est appelé endosperme (Fig. 1.44E). Les cellules de l'endosperme sont de nature haploïde, mais certaines cellules polyploïdes sont également formées. Les cellules qui contiennent 2-3 noyaux pendant la formation de la paroi sont transformées en cellules polyploïdes.

L'étude ultrastructurale du gamétophyte femelle de Ginkgo montre quatre dons différents en fonction de leurs réserves alimentaires.

(i) Zone lipidique (3-4 couches externes),

(ii) Zone de protéiolipides d'amidon avec de grandes cellules vacuolées,

(iii) La zone amylacée est constituée de grandes cellules vacuolées avec un cytoplasme périphérique,

(iv) Zone centrale constituée de cellules moins différenciées avec très peu de contenu en réserve.

Développement d'Archégonie:

Deux à quatre cellules à l'extrémité micropylaire de la femelle gémétophyte fonctionnent comme des initiales archéo-shygonales (Fig. 1.44F, 1.45A). Chacune de ces cellules se divise de manière périclinale pour former sur le petit col primaire externe initial et une grande cellule centrale (Fig. 1.45B). L'initiale du col primaire se divise par deux parois verticales à angle droit l'une par rapport à l'autre, formant quatre cellules du col disposées en un seul niveau.

Le noyau de la cellule centrale coupe une cellule du canal ventral éphémère supérieur et un gros ovule (Fig. 1.45C). En ce qui concerne la cellule du canal ventral, le Ginkgo semble être plus primitif que le Cycas où un noyau du canal ventral est présent (Fig. 1.45D).

A ce stade, le gaméto­phyte femelle grandit vers le haut en formant un bec entre les deux archégones (Fig. 1.44F, 1.46). Le bec s'étend vers le haut en touchant la surface interne du bec nucellaire comme un poteau dans une tente et est connu sous le nom de « poteau de tente » 8217.

Comme Cycas, le Ginkgo est anémophile, c'est-à-dire pollinisé par le vent. Au moment de la dispersion des grains de pollen, le brin central des cellules nucellaires allongées dans l'ovule pré-pollinisé se désorganise suivi de l'effondrement de l'épiderme résultant en une chambre pollinique étroite et profonde et une chute de pollinisation. Le fluide visqueux suinte à travers la microphyle sous forme de goutte de pollinisation.

Certains des grains de pollen anémophiles sont capturés dans la goutte de pollinisation et sont amenés dans la chambre à pollen en raison du dessèchement du fluide. La pollinisation a généralement lieu en mai. Les grains de pollen germent dans la chambre pollinique, contrairement aux Cycas où ils germent dans la chambre intermédiaire.

Le tube pollinique sort par l'ouverture. Le tube pollinique se ramifie librement, montrant un tube proximal non ramifié et une ramification haustoriale très ramifiée entre les cellules intercellulaires.

Les spermatozoïdes ainsi que le cytoplasme du tube pollinique sont libérés dans la chambre archéogonale par la rupture de la partie terminale du tube pollinique. Le cytoplasme riche en osmose du tube pollinique provoque la rupture des cellules du cou, ce qui entraîne la pénétration de spermatozoïdes mobiles dans l'archégonie. La fécondation a lieu en septembre soit quatre mois après la pollinisation.

Les deux spermatozoïdes se dirigent vers l'archégone avec un mouvement vers l'avant et circulaire, la bande ciliaire formant l'extrémité postérieure. Cependant, chez Cycas, la bande ciliaire forme l'extrémité antérieure. La chambre archégonale est remplie du fluide de fécondation produit par les cellules nucellaires. La bande ciliaire du sperme est laissée sur le dessus de l'ovule. Le noyau du spermatozoïde fusionne avec le noyau de l'ovule, ce qui donne un zygote.

Le zygote s'agrandit considérablement et subit des divisions nucléaires libres donnant naissance à 256 noyaux, uniformément placés dans le cytoplasme du proembryon en développement (Fig. 1.47A). Les formations de paroi cellulaire dans le proembryon commencent dans toutes les cellules, ce qui donne simultanément un proembryon cellulaire (Fig. 1.47B). La différenciation des cellules proembryonnaires commence à un stade ultérieur.

Les cellules à l'extrémité micropylaire s'allongent fortement formant un suspenseur massif, tandis que les cellules basales (extrémité chalazale) se développent en cellules embryonnaires avec un méristème distinct (Fig. 1.47C). Un sommet de pousse se différencie dans la région basale de l'embryon, tandis qu'un sommet de racine se développe à l'extrémité opposée. Un embryon dicotylédone (rarement avec trois cotylédons) avec deux faisceaux de mésarque est observé dans un embryon mature (Fig. 1.48).

La caractéristique la plus frappante du Ginkgo est le développement de l'embryon qui se poursuit même après la dispersion des graines. En fait, la majeure partie de la croissance de l'embryon a lieu dans les graines détachées qui tombent avant ou juste après la fécondation. Il faut environ sept mois pour atteindre la maturité d'un embryon.

Ainsi, le Ginkgo montre le cycle de reproduction de deux ans où la pollinisation a lieu au printemps, la fécondation au début de l'automne de la même année et le développement de l'embryon se poursuit même après la chute des graines. La germination de la graine est hypogée.


MATÉRIAUX ET MÉTHODES

Souches de levure, culture et médicaments

La culture de levure, y compris l'analyse de la taille avec un analyseur de particules Coulter, l'analyse du tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) et la sélection de la taille des cellules par élutriation centrifuge a été décrite (Futcher, 1999 Jorgensen et al., 2002). Les souches de levure sont répertoriées dans le tableau 1. Allèles de bourgeon21::BUD21 YFP -his5+ et sec63::SEC63 PCP -kanR ont été générés par intégration génomique de cassettes de marquage C-terminales standard qui ont été amplifiées par PCR avec des amorces spécifiques au site d'intégration. Des plasmides modèles pour les fusions de protéines fluorescentes cyan et jaune (CFP et YFP, respectivement) ont été obtenus auprès du Yeast Resource Center (Université de Washington, Seattle). qui et CLN3 allèles ont été décrits précédemment (Jorgensen et al., 2002). Le milieu complet synthétique est composé de 0,2 % de mélange d'acides aminés, 0,17 % de base d'azote de levure sans acides aminés et sulfate d'ammonium, 0,5 % de sulfate d'ammonium complété par 3 % d'éthanol, 2 % de glucose, 2 % de raffinose ou 2 % de galactose, comme indiqué. Le milieu YEP est constitué de 2% de peptone, 1% d'extrait de levure additionné de 3% d'éthanol ou de 2% de glucose, comme indiqué. La rapamycine et la leptomycine B (LMB) ont été obtenues auprès de Sigma et ont été utilisées à des concentrations de travail de 0,2 g/ml et 100 ng/ml, respectivement.

Tableau 1. Souches utilisées dans cette étude

Microscopie et Morphométrie

Sec63 PCP Journaliste.

Toutes les expériences des figures 1 à 3 et 6 ont été réalisées avec des cellules en phase log à 30°C avec OD600 <0,5 et concentration cellulaire <3 × 10 7 cellules/ml pour éviter un épuisement accidentel des nutriments. Les cultures en phase log dans des milieux synthétiques ont été rapidement concentrées par centrifugation. Le milieu, 2,5 l, avec des cellules vivantes concentrées a été monté à température ambiante et immédiatement visualisé. Les champs cellulaires ont été imagés dans les 5 minutes suivant leur retrait de l'incubateur à 30°C.

Pour les cellules des figures 1, 2 et 3, A et B.

Chaque champ cellulaire a été imagé séquentiellement par contraste interférentiel différentiel (DIC) et microscopie à épifluorescence avec un microscope Eclipse E600FN (objectif 100×, Plan Apo, Nikon, Melville, NY) et une caméra CCD Orca II (Hamamatsu, Bridgewater, NJ). Le signal Sec63 CFP a délimité les enveloppes nucléaires et cellulaires. Des outils Metamorph (MDS Analytical Technologies, St. Laurent, QC, Canada) ont été utilisés pour délimiter individuellement les zones de section transversale nucléaire, cellulaire et de bourgeon.

Pour les cellules des figures 3C et 6.

Chaque champ cellulaire a été imagé comme une petite série z, avec cinq étapes séparées de 0,4 um chacune. Le signal Sec63 CFP a délimité les enveloppes nucléaires et cellulaires. Pour chaque noyau et cellule, la plus grande surface transversale a été déterminée à partir de la série z dans Photoshop (Adobe Systems, San Jose, CA) et les cellules et noyaux ont été convertis en deux masques binaires séparés qui ont été analysés dans ImageJ (http: //rsb.info.nih.gov/ij/) en utilisant le plugin « Particles 8 Plus » (http://rsb.info.nih.gov/ij/plugins/index.html) dans le package Morphology développé par Gabriel Landini (http://rsb.info.nih.gov/ij/plugins/index.html).

Pour les cellules des figures 1 à 3 et 6.

Toutes les cellules d'un champ ont été quantifiées à moins qu'elles ne subissent une anaphase ou une cytokinèse, c'est-à-dire si elles possédaient un noyau allongé ou deux noyaux séparés. Pour toutes les expériences, plusieurs champs de cellules ont été imagés. Les données résultantes ont été analysées dans Microsoft Excel (Redmond, CA) et dans Matlab (MathWorks, Natick, MA). Pour les estimations de volume, il a été supposé que les noyaux et les cellules G1 étaient sphériques et que les zones mesurées étaient des coupes transversales passant par les centres de ces sphères.

Reporter NLS GFP.

Levure sauvage (N-419) portant le plasmide pMGGLA (ARS/CEN, LEU2, MET3pr-GFP-NLS-A) ont été cultivés dans un milieu synthétique -Met-Leu-Trp 3% éthanol. pMGGLA a été décrit précédemment (Edgington et Futcher, 2001). Pour enrichir en petites cellules, la culture a été élutriée et 12 fractions de cellules de plus en plus grandes ont été obtenues et conservées sur de la glace. Les cellules des fractions 1, 3, 4 et 10 ont été montées. Les lames ont été préparées avec une petite quantité de gélose fondue mélangée à un milieu minimal dépourvu de source de carbone dans des micropuits. Les cellules, 1 ul, ont été déposées sur le milieu refroidi et solidifié et une lamelle a été appliquée. Les bords de la lamelle ont été scellés avec du vernis à ongles, les cellules ont été examinées au microscope (Olympus) et photographiées avec un appareil photo Axiocam de 1,3 mégapixel (Zeiss, Thornwood, NY), et la morphométrie a été exécutée avec le logiciel Openlab v.2 (Improvision, Lexington, MA). Le périmètre du noyau a été délimité par le bord du signal fluorescent de la protéine fluorescente verte (GFP) et le bord de la cellule a été obtenu à partir d'images DIC.

Microscopie électronique

Pour générer une gamme de tailles de cellules, les cellules ont été collectées à partir de trois sources différentes. Toutes les cellules appartenaient au fond génétique W303, alors que dans les deux approches précédentes, toutes les souches provenaient du fond S288c. Pour mesurer les petites cellules en phase G1, les cellules non bourgeonnées d'une phase logarithmique, la culture W303 de type sauvage YEP à 3 % d'éthanol ont été obtenues par élutriation. Cinquante-sept champs cellulaires ont été analysés par microscopie électronique (EM) à partir de ces fractions d'éthanol. Pour mesurer des cellules de phase G1 de taille modérée, des cellules non bourgeonnées d'une phase logarithmique, une culture W303 de type sauvage de glucose YEP à 2 % ont été obtenues par élutriation. Douze champs cellulaires ont été analysés par EM à partir de ces fractions de glucose.Pour mesurer les grandes cellules en phase G1, une déplétion conditionnelle en cycline G1 a été réalisée en propageant d'abord BS100 (cln1::LEU2-GAL-CLN1-HA3 cln2::TRP1 cln3::HIS3) pour loger la phase dans YEP 1 % de raffinose, 1 % de galactose. Les cellules ont été sédimentées, lavées deux fois dans du YEP sans sucre, puis remises en suspension dans du YEP 2% glucose pendant 5 h. A partir de ces expériences, 16 champs de cellules BS100 ont été analysés par EM. Tous les échantillons ont été traités et photographiés par Tamara Howard, technicienne du laboratoire du Dr David Spector, Cold Spring Harbor Laboratory. Les photomicrographies ont été numérisées et analysées à l'aide du logiciel Image Reader 1.0 de FujiFilm Science Lab pour Windows (Stamford, CT). Dans chaque champ de 30 à 50 cellules, la cellule avec la plus grande surface nucléaire en coupe transversale a été choisie pour une analyse plus approfondie, compensant le fait que la plupart des sections n'ont pas été prises à travers le centre du noyau. Il convient de noter que nos études de fluorescence indiquent qu'il n'y a pas de relation forte entre la variabilité de la taille nucléaire et la taille des cellules, donc cette méthode ne devrait pas générer de corrélations artificielles entre la taille nucléaire et cellulaire pour cette raison. Pour la cellule choisie, les sections transversales nucléaires et cellulaires ont été mesurées.


Les noyaux lobés comptent toujours comme un noyau ? - La biologie

Le sang fournit un mécanisme par lequel les nutriments, les gaz et les déchets peuvent être transportés dans tout le corps. Il se compose d'un certain nombre de cellules en suspension dans un milieu fluide appelé plasma. Le sérum fait référence au plasma après élimination des facteurs de coagulation et de la fibrine.

Frottis de sang périphérique

Les cellules du sang sont importantes car elles constituent une population facilement accessible dont la morphologie, la biochimie et l'écologie peuvent donner des indications sur l'état général d'un patient ou des indices pour le diagnostic de la maladie. Pour cette raison, la numération formule sanguine (CBC) et la numération leucocytaire différentielle sont couramment utilisées en médecine clinique. Il est très important de pouvoir reconnaître les cellules sanguines normales et de distinguer les cellules pathologiques des variants normaux.

L'identification des éléments sanguins repose principalement sur l'observation de la présence ou de l'absence d'un noyau et de granules cytoplasmiques. D'autres caractéristiques utiles sont la taille des cellules, la taille et la forme du noyau, l'apparence de la chromatine et la coloration cytoplasmique. Le tableau à la fin de cette section explique ce qu'il faut rechercher dans l'effort d'identification des cellules constituantes d'un frottis sanguin.

Cellule constituante du frottis sanguin

Un frottis sanguin est créé en plaçant une goutte de sang près de l'extrémité d'une lame de microscope en verre propre. Une autre lame est maintenue à un angle, reculée dans la goutte, puis doucement traînée vers l'avant pour étaler le frottis sanguin le long de la lame. Le sang doit ensuite être fixé, coloré et lavé.

Lorsque vous visualisez un frottis sanguin correctement préparé d'un individu en bonne santé, vous remarquerez plusieurs populations de cellules. Gardez à l'esprit que ce sont toutes des cellules matures. La section suivante traitera de l'identification des cellules immatures de la moelle osseuse.

  • Les érythrocytes, ou globules rouges, sont de loin le type cellulaire prédominant dans le frottis sanguin. Ce sont des cellules éosinophiles anucléées, non granulées, de forme (disques biconcaves) et de taille (7,2 microns) uniformes. Les globules rouges ont une concavité centrale qui apparaît pâle au microscope optique. Ces cellules contiennent de l'hémoglobine et sont responsables du transport et de la livraison de l'oxygène. Les érythrocytes ont une durée de vie de 120 jours.
  • Les réticulocytes sont des globules rouges immatures qui sont libérés de la moelle osseuse. Ils mûrissent en érythrocytes après 1 à 2 jours dans le sang périphérique. Il devrait y avoir environ un réticulocyte pour 100 globules rouges dans un frottis sanguin normal. Ces cellules se colorent avec une teinte bleu clair car elles ont encore des organites contenant de l'ARN comme des ribosomes libres.
  • Les thrombocytes, ou plaquettes, sont les plus petits éléments du sang et sont responsables de la formation de caillots à travers une cascade complexe et hautement régulée que vous étudierez en physiologie et immunobiologie. Les plaquettes ont un diamètre compris entre 2 et 5 microns et apparaissent ovoïdes et anucléées avec des granules violets.
  • Les leucocytes, ou globules blancs, sont des cellules du système immunitaire présentes à la fois dans le sang et le liquide interstitiel. Il devrait y avoir environ 1 leucocyte pour 1000 globules rouges. Ils peuvent être classés en deux groupes selon leur schéma nucléaire et la présence de granules cytoplasmiques.

Les leucocytes monomorphonucléaires sont des cellules avec des noyaux ronds et non lobés.

  • Petits lymphocytes, qui ont à peu près la même taille que les érythrocytes et ont des noyaux profondément colorés avec un mince bord de cytoplasme. Cette population comprend à la fois des lymphocytes B et des lymphocytes T.
  • Grands lymphocytes, qui ressemblent aux petits lymphocytes, mais avec des noyaux plus gros et une plus grande quantité de cytoplasme. Cette population comprend également à la fois des lymphocytes B et des lymphocytes T. Le nombre de lymphocytes est augmenté en réponse aux infections virales.
  • Les monocytes, qui sont plus gros que les lymphocytes et ont des noyaux moins clairement délimités qui ne sont généralement pas centrés dans la cellule. Ces noyaux apparaissent en forme de fer à cheval et le cytoplasme contient de fins granules qui lui donnent une couleur gris boueux. Ces granules contiennent l'enzyme lysosomale et la peroxydase. Les monocytes sont des cellules phagocytaires importantes dans la réponse inflammatoire. Ce sont les précurseurs des macrophages tissulaires que vous avez étudiés au Laboratoire sur le tissu conjonctif.

Les leucocytes polymorphonucléaires sont des cellules avec des noyaux lobés et des granules cytoplasmiques. Bien que ces cellules partagent les mêmes granules primaires (non spécifiques) ou azurophiles, elles sont nommées en fonction des caractéristiques de leurs granules secondaires (spécifiques).

  • Les neutrophiles sont de loin les plus nombreux des leucocytes. Ils se caractérisent par un noyau segmenté en trois à cinq lobes reliés par des brins minces. Le cytoplasme des neutrophiles se colore en rose pâle. Ses granules primaires contiennent des hydrolases acides et des protéines cationiques, et ses granules secondaires contiennent une variété de substances antimicrobiennes utilisées pour détruire les bactéries qu'elles phagocytent lors de la réponse inflammatoire aiguë.
  • Les éosinophiles sont plus gros que les neutrophiles et se distinguent par de gros granules rouges ou oranges de taille uniforme. Ces granules contiennent une protéine basique majeure, qui est libérée pour tuer les organismes trop gros pour phagocyter, tels que les parasites et les helminthes (vers).
  • Les basophiles sont de taille intermédiaire entre les neutrophiles et les éosinophiles et ont des noyaux simples ou bilobés. Ils contiennent de nombreux granules violets grossiers qui peuvent varier en taille ou en forme. Ces granules contiennent de l'histamine, qui est libérée pour provoquer une réponse vasoactive dans les réactions d'hypersensibilité, et de l'héparine, qui est un anticoagulant. Les basophiles ne sont pas phagocytaires.

Cellules constituantes d'un frottis de moelle osseuse

Alors que le frottis de sang périphérique indique l'état des cellules sanguines matures, le frottis de moelle osseuse peut être utilisé pour évaluer le processus d'hématopoïèse, ou formation de cellules sanguines.

La moelle osseuse active semble hautement cellulaire. La majorité des cellules en développement deviendront des érythrocytes, qui confèrent une couleur rouge à la moelle. Pour cette raison, la moelle osseuse active est également connue sous le nom de moelle osseuse rouge. Au fil du temps, la moelle devient moins active et sa teneur en graisse augmente. On l'appelle alors moelle osseuse jaune.

Encore une fois, il y a plusieurs caractéristiques importantes à prendre en compte lors de la visualisation d'un frottis de moelle osseuse. Ceux-ci inclus:

  • Taille de la cellule
  • Rapport volumique du cytoplasme au noyau
  • Forme du noyau
  • Degré de condensation de la chromatine
  • Présence ou absence de nucléoles
  • Coloration cytoplasmique
  • Présence de granules cytoplasmiques

La cellule blastique est une cellule souche pluripotente à partir de laquelle proviennent les érythrocytes, les granulocytes et les lymphocytes. Les érythrocytes se développent à partir des érythryoblastes, les granulocytes des myéloblastes et les lymphocytes des lymphoblastes. Ces cellules, cependant, semblent toutes identiques - elles sont grandes avec des noyaux ronds ou ovoïdes, une membrane nucléaire distincte, des nucléoles visibles et un cytoplasme bleu abondant. Au fur et à mesure que les cellules blastiques se différencient, les cellules résultantes peuvent être attribuées à une lignée cellulaire particulière.

L'érythropoïèse est le développement des globules rouges. Il y a plusieurs étapes reconnaissables dans cette lignée :

  • L'érythroblaste se développe en un proérythroblaste, qui n'est que légèrement plus petit que le blaste, mais dont le cytoplasme est plus basophile.
  • L'érythroblaste basophile se forme lorsque le proérythroblaste perd son nucléole. Ces cellules sont beaucoup plus petites que les cellules blastiques et ont un cytoplasme intensément basophile qui résulte de l'accumulation de ribosomes.
  • L'érythroblaste polychromatophile a un noyau de coloration sombre et son cytoplasme se colore en vert grisâtre en raison de l'accumulation d'hémoglobine.
  • Dans l'érythroblaste orthochromatique, ou normoblaste, le noyau devient plus petit et plus foncé et le cytoplasme devient plus rose. L'expulsion nucléaire se produit à la fin de cette étape par une division asymétrique de l'érythroblaste orthochromatique. La partie qui contient le cytoplasme et les organites devient le réticulocyte, tandis que la partie contenant le noyau est détruite par les macrophages.
  • Le réticulocyte contient du cytoplasme, des organites cytoplasmiques et de nombreux ribosomes. Il est libéré de la moelle osseuse et se développe en un érythrocyte mature après avoir passé 1 à 2 jours dans le sang périphérique.

La granulopoïèse est le processus par lequel les globules blancs se développent. La série myéloïde a la lignée cellulaire la plus caractéristique :

  • Le myéloblaste se différencie en un promyélocyte qui devient irréversiblement engagé dans la lignée cellulaire neutrophile. Cette cellule est grande, avec un gros noyau rond, des nucléoles proéminents et des granules azurophiles violets. Ces granules sont des granules primaires non spécifiques. Les promyélocytes donnent également naissance à des éosinophiles et des basophiles
  • Le stade myélocytaire est caractérisé par la production de granules secondaires spécifiques. Les myélocytes peuvent varier en taille cellulaire et en forme nucléaire. Ils contiennent à la fois des granules azurophiles à coloration violette et des granules spécifiques à coloration lilas. Au fur et à mesure qu'ils se développent, leur taille diminue, leur noyau devient indenté et il y a un glissement vers des granules plus spécifiques. Il existe également une réduction du nombre d'organites, ce qui entraîne une diminution de la basophilie du cytoplasme.
  • Le métamyélocyte a un noyau aplati avec une chromatine condensée.
  • La cellule de la bande a un noyau en forme de fer à cheval qui est « immature ». Au fur et à mesure que le développement se poursuit, il mûrira en un noyau segmenté à lobes multiples. Ce sera alors un neutrophile mature.

Les éosinophiles et les basophiles subissent des étapes séquentielles de différenciation d'une manière très similaire à celle des neutrophiles. Leurs granules spécifiques sont également produits au stade myélocytaire.

La lignée plaquettaire est similaire. Les grands promegacaryocytes multilobés se développent en mégacaryocytes, qui sont les plus grandes cellules de la moelle osseuse (30 à 40 microns). Les plaquettes se forment grâce à la segmentation de ces cellules.

Les monocytes se développent à partir des promonocytes et les lymphocytes se développent à partir des prolymphocytes. Ces éléments sont difficiles à distinguer dans les frottis de moelle osseuse normaux.


Cycle de vie de Penicillium (avec diagramme) | Champignons

Le mycélium est bien développé et abondamment ramifié. Il est composé d'hyphes incolores, minces, tubulaires, ramifiés et cloisonnés. Les hyphes courent dans toutes les directions sur le substrat et s'entrelacent les uns avec les autres pour former un réseau lâche d'hyphes constituant le mycélium.

Certains des hyphes peuvent même pousser à l'intérieur du substrat et le reste s'étendre à la surface. Les premiers sécrètent des enzymes et absorbent les matières alimentaires du substrat. Ce sont les hyphes haustorlales.

Les hyphes aériens se nourrissent à travers les hyphes haustoriales et produisent des structures de reproduction. Baker (1944) a observé une anastomose entre les hyphes de deux mycéliums résultant en un mycélium hétérocaryote.

Le mycélium de quelques espèces peut se transformer en sclérote. Les hyphes constituant le mycélium sont cloisonnés et les cellules sont courtes. Les cloisons entre les cellules ont chacune un pore central. À travers les pores, le protoplasme circule de cellule en cellule.

Reproduction dans Penicillium:

Penicillium se reproduit à la fois de manière asexuée et sexuellement. Le stade asexué est cependant dominant et constitue le mode de reproduction habituel. Le stade sexuel est rare.

1. Reproduction asexuée :

Elle se déroule par voie végétative et sporulation.

(i) Reproduction végétative :

Elle est accomplie par la méthode de fragmentation la plus courante. Les hyphes se divisent en segments courts. Chaque segment ou fragment se développe par division répétée en un mycélium à part entière.

Chez certaines espèces, le mycélium forme des corps de repos compacts, les sclérotes. Les sclérotes permettent à l'espèce de survivre aux périodes de stress ou d'hiberner. Dès l'apparition de conditions favorables à la croissance, chaque sclérote germe pour former un nouveau mycélium. Les sclérotes servent donc avant tout de moyen de pérennisation plutôt que de multiplication.

Normalement, cela se produit par la formation de spores asexuées non mobiles, les conidies qui sont produites de manière exogène à l'extrémité de longs hyphes cloisonnés érigés appelés conidiophores. Penicillium se multiplie à plusieurs reprises par cette méthode pendant la saison de croissance.

Conidiophores (Fig. 10.10 A-C) :

Un conidiophore se présente sous la forme d'une excroissance d'hyphe tubulaire dressée à partir de n'importe quelle cellule du mycélium et non d'une cellule spécialisée (cellule du pied) comme dans Aspergillus. Après une certaine période de croissance végétative, des hyphes dressés émergent des parties les plus anciennes du mycélium.

Ils sont négativement géotropes et proviennent de n'importe quelle cellule du mycélium. Chacun grandit en longueur verticalement. Atteignant une certaine hauteur, le conidiophore cloisonné se ramifie une ou deux fois, voire plusieurs fois.

Celles-ci sont respectivement appelées branches primaires, secondaires ou tertiaires. Les conidiophores ne sont que rarement non ramifiés (Penicillium thomii). L'axe non ramifié de ce dernier porte une touffe de stérigmates en forme de flacon (A).

Chez les espèces à conidiophores ramifiés, les dernières branches qui portent des touffes de stérigmates en forme de flacon ou les phialides sont appelées les métules. Les branches inférieures qui soutiennent les métules lorsqu'elles sont courtes et font partie du pénicille sont appelées rami.

Les conidies sont séparées de l'extrémité des phialides ou des stérigmates et sont portées en longues chaînes non ramifiées. Baker (1944) a rapporté que les phialides et les cellules supérieures du conidiophore sont uninucléées.

La paroi du phialide est transparente aux électrons avec une fine couche de surface opaque aux électrons. La partie apicale du conidiophore avec ses branches (métules), ses stérigmates et ses chaînes de conidies ressemble à un petit pinceau d'artiste connu sous le nom de pénicille.

Le nom générique Penicillium est dérivé de ‘penicillus,’ qui reflète la forme de chaînes de conidies provenant des stérigmates supportés sur les métules.

Développement de Conidies :

Les conidies sont formées dans les extrémités étroites des phialides en forme de flacon (A). La conidie initiale est formée par la distension de l'extrémité tubulaire de la phialide (B). Le noyau phialide subit une mitose. Un noyau fille reste dans la phialide et l'autre migre dans la pointe renflée (conidie initiale). Le protoplaste initial de la conidie est ensuite coupé du protoplaste phialide par un mince septum perforé (C).

La perforation reste comme un canal entre les conidies successives de la chaîne. Il est rempli d'un matériau opaque aux électrons. Le protoplaste conidien nouvellement délimité sécrète une paroi autour de lui distincte de la paroi phialide et fonctionne comme la première conidie (D).

La spore ou la paroi conidiale au cours du développement ultérieur peut rester distincte ou fusionner partiellement avec la paroi phialide. La pointe de la phialide sous la première conidie s'allonge à nouveau et se gonfle (D). Une seconde chaîne de conidies se forme en répétant le processus (E).

Ainsi, les unes au-dessous des autres, une longue chaîne de conidies se forme. Dans les chaînes de conidies plus anciennes, la région du septum ne reste qu'un brin étroit reliant les conidies. Les chaînes de conidies sont enfermées dans une couche superficielle opaque aux électrons qui semble être continue avec la couche superficielle de la paroi du phialide.

Les conidies de la chaîne sont disposées de manière basigène. La plus jeune conidie se trouve à côté de la pointe du stérigma et la plus ancienne loin de celui-ci.

L'arrangement basigène des conidies sert à deux fins utiles. Il permet une dispersion aisée des conidies matures à partir des pointes. Deuxièmement, il aide à nourrir correctement les conidies plus jeunes qui sont les plus proches de l'extrémité des stérigmates.

Au fur et à mesure que la chaîne de conidies s'allonge, les connecteurs entre les conidies plus anciennes se brisent, entraînant la séparation des conidies matures. Les conidies tombent ainsi en continu. Étant petits, légers et secs, ils sont dispersés par les courants d'air.

Les conidies au microscope ressemblent à de petites billes. Ils peuvent être ovoïdes globuleux, elliptiques ou piriformes. Chez certaines espèces, ils sont lisses et chez d'autres rugueux. En général, les conidies sont uninucléées mais peuvent devenir multinucléées chez certaines espèces.

Les conidies peuvent être de couleur verdâtre ou pâle selon les espèces. C'est la paroi des spores qui est colorée. Les conidies sont responsables de la couleur de la colonie caractéristique de l'espèce. Ils servent à la propagation rapide de l'espèce pendant la saison de croissance. Ils sont facilement disséminés par le vent.

Les conidies sont de minuscules structures ressemblant à des spores de forme globuleuse à ovoïde. La paroi pigmentée des spores est différenciée en deux couches, l'exine externe et l'intine interne. L'exine est relativement épaisse, lisse ou épineuse. L'inline est mince. Au microscope électronique, il semble se composer de 3 ou 4 couches. Il y a la couche la plus externe (W1) au contour irrégulier et ondulé. Il est dense aux électrons.

Des espaces vides sont souvent visibles entre elle et la couche de mur suivante. A côté se trouve une couche interne légèrement opaque aux électrons W2 avec un contour plus régulier. Cette couche (W2) fusionne progressivement dans la couche de paroi suivante W3 qui est épais et électro-transparent. Il bute généralement sur la membrane plasmique. Cependant, dans certains cas, il existe une autre couche légèrement dense aux électrons (W3) présent directement au-dessus de la membrane plasmique. Dans la paroi des spores se trouve la membrane plasmique.

Les mitochondries et les ribosomes sont intégrés dans le cytoplasme de la conidie. Les brins du réticulum endoplasmique ne sont pas discernables. Les vacuoles sont absentes. Cependant, Martin et al. (1973) ont signalé la présence d'une seule grande vacuole dans la conidie au repos de P. notatum. Le cytoplasme des conidies contient des globules d'huile. Habituellement, la conidie contient un seul noyau. La membrane nucléaire est bicouche et poreuse.

Le stade conidien de Penicilliutn est plus dominant que celui d'Aspergillus. La majorité des espèces de Penicillium ne sont connues qu'au stade conidien. Certaines (environ 20 espèces) sont maintenant connues pour produire des cléistothèces.

Au début, lorsque le lien entre les deux stades n'était pas complètement établi, le stade conidien ou imparfait a reçu le nom de forme ou genre Penicillium et le stade sexuel ou parfait de Talaromyces. La découverte du stade sexuel ou parfait dans ces formes-espèces les place dans le véritable genre Ascomycete Talaromyces.

De nombreux mycologues, cependant, adhèrent encore à l'ancien nom Penicillium parce que le stade conidien est prédominant. De plus, le nom générique Penicillium a été introduit en premier.

Germination des conidies (Fig. 10.13) :

En tombant sur un substrat convenable et dans des conditions convenables (humidité, température et nourriture convenables), la conidie absorbe l'humidité et gonfle. La conidie gonflée germe en sortant un tube germinatif. Fletcher (1971) a étudié les modifications structurelles fines au cours de la germination des conidies chez Penicillium griseofulvum. Il a signalé que la conidie non germée a une paroi de spores à deux couches.

Le protoplaste contient un seul noyau et des mitochondries. Pendant la germination, une troisième couche apparaît à l'intérieur de la paroi des spores à deux couches. Il est en continuité avec la paroi du tube germinatif. Chez P. fréquentans, la paroi du tube germinatif est considérée comme une extension de la couche interne de la paroi des spores d'origine.

Pendant le gonflement, les mitochondries grossissent et deviennent lobées, le réticulum endoplasmique devient visible et des vacuoles se forment. Les cloisons formées dans le tube germinatif sont perforées et sont associées à des corps de Woronin. Marchant (1968) a suggéré une dégradation enzymatique de la paroi des spores à deux couches au point d'émergence du tube germinatif plutôt qu'une rupture mécanique.

Martin et al. (1973) ont rapporté que pendant le gonflement de la conidie (A), la couche externe (W1) de la paroi de la conidie se brise à plusieurs endroits et se sépare de la couche sous-jacente de la paroi des spores W2 . La couche superficielle lisse W2 avec un contour régulier devient ainsi exposé. A ce stade, la conidie gonflée tapote un tube germinatif (B).

Pendant le gonflement des spores, les grandes mitochondries de la spore au repos se divisent pour produire des mitochondries plus petites. La taille de la vacuole unique diminue. Le réticulum endoplasmique réapparaît dans les spores enflées et en germination. Il a été rapporté que la paroi du tube germinatif émergent était continue avec la couche de paroi transparente aux électrons W3.

La couche de paroi dense aux électrons W2 reste à la base du tube germinatif et autour de la spore. Le noyau unique de la spore au repos se divise au début de la germination. L'un d'eux migre dans le tube germinatif.

Avec l'allongement du tube germinatif, la plupart des mitochondries y migrent et se concentrent près de la pointe. De petites vésicules réapparaissent le long de la membrane plasmique. Certains ont été vus à l'extrémité du tube germinatif. Plus tard, un septum se forme au point d'émergence du tube germinatif. Il est continu avec la couche transparente W3 de la paroi des spores (C).

Au cours du développement ultérieur, les couches W2 et W1 de la paroi hyphale sont formées par dépôt d'un matériau dense aux électrons sur la surface extérieure du tube germinatif. Ce dernier s'allonge et se divise par des septa. La formation du septum est précédée d'une division nucléaire. Chaque septum a un pore central.

Il existe des corps de Woronin associés aux septa. En poursuivant la croissance, une cloison et un mycélium ramifié se forment. Il est constitué de cellules uninucléées.

Les hyphes mycéliens de Penicillium, lorsqu'ils sont amenés à croître immergés dans une solution sucrée, ils se divisent par des septa supplémentaires en courts segments uninucléés. Ces dernières deviennent arrondies et se séparent sous forme de structures ressemblant à des spores à paroi mince appelées oidia ou oïdiospores.

Souvent, les oidia augmentent en nombre par bourgeonnement. C'est ce qu'on appelle le stade de la torula. Le champignon m la condition torula provoque la fermentation du sucre en alcool. Ce processus est appelé fermentation alcoolique. Sur un milieu solide chaque oïdium germe pour produire un mycélium normal.

De même, si les conidies de Penicillium tombent dans une solution sucrée, elles ne produisent pas de mycélium normal. Au lieu de cela, chaque conidie germe pour produire une cellule ressemblant à une levure à paroi mince qui commence à bourgeonner comme l'oïdiospore pour produire le stade de torula.

2. Reproduction sexuée (Fig. 10.14) :

Le processus sexuel chez Penicillium a été étudié chez quelques espèces telles que P.vermiculatum (=Talaromyces vermiculatus), P. glaucum, P. brefeldianum et quelques autres. Tous sont signalés comme homothaïliques. Derx (1925) a signalé un hétérothallisme chez une espèce (P. luteum) mais son observation n'a pas été confirmée par les chercheurs ultérieurs.

La structure des organes sexuels varie d'une espèce à l'autre. Chez Talaromyces vermiculatus (Penicillium vermiculatum) la reproduction sexuée est oogame. Il a été étudié en détail par Dangeard en 1907. Les organes mâles et femelles sont appelés respectivement anthéridies et ascogones.

L'ascogone mature est une longue structure tubulaire multinucléée, non septée. A son extrémité supérieure, il peut être recourbé comme le manche d'un parapluie (E). Il se présente comme une excroissance latérale de n'importe quelle cellule du mycélium végétatif. Jeune, l'ascogone est uninucléé (A). Au fur et à mesure qu'il s'allonge, le noyau unique en son sein se divise et se redivise pour donner naissance à un nombre défini de noyaux filles qui est soit 32, soit 64 (B).

Pendant ce temps, une mince branche hyphe uninucléée provient soit d'une cellule adjacente du même hyphe qui donne naissance à l'ascogone, soit d'un hyphe voisin séparé. C'est la branche anthéridienne (C). Il grandit en s'enroulant lâchement autour de l'ascogone en faisant plusieurs tours autour de celui-ci (D).

L'extrémité distale de la branche mâle devient légèrement gonflée et est finalement coupée en anthéridie par un septum (E). L'anthéridium est une structure courte, terminale, en forme de massue, uninucléée.

C'est l'union de deux protoplastes qui rapproche les noyaux compatibles dans la même cellule. La pointe de l'anthéridie entre en contact avec l'ascogone. Au point de contact, la double paroi se dissout. Par le pore commun, les deux protoplastes entrent en contact. D'après Dangeard, la migration du noyau mâle dans l'ascogone n'a pas lieu.

Ce fait a été confirmé par un certain nombre d'autres travailleurs. Le simple contact du protoplaste de l'anthéridium stimule l'ascogone. Au-delà, l'anthéridie ne joue aucun rôle. Les noyaux femelles de l'ascogone, cependant, s'arrangent par paires.

L'appariement des noyaux féminins dans l'ascogone est appelé autogamie. Chaque paire est appelée un dicaryon. Avec l'établissement des dicaryons, l'haplophase se termine et la dicaryophase commence dans le cycle de vie.

Chez certaines autres espèces de Penicillium, l'anthéridium et l'ascogonie sont censés être fonctionnels. Les parois intermédiaires entre les deux organes sexuels se dissolvent et leurs protoplastes entrent en contact. Le noyau mâle migre dans l'ascogone. D'autres détails du noyau mâle ne sont pas connus complètement.

La suggestion, cependant, est qu'il se divise un certain nombre de fois. Les noyaux mâles viennent alors se coucher à côté des noyaux femelles, chacun à chacun. Chaque paire de noyaux composée d'un mâle et de l'autre femelle est appelée un dicaryon.

La reproduction sexuée a été élaborée chez P. glaucum. Deux courts hyphes latéraux naissent du mycélium à proximité l'un de l'autre et s'enroulent l'un sur l'autre. L'un d'eux est l'anthéridie et l'autre l'ascogone. La plasmogamie s'effectue donc par contact gamétangial. Les dicaryons sont établis dans l'ascogone. Ceci est suivi comme d'habitude par la cloisonnement de l'ascogone en segments binucléés.

Changements post-plasmogamie ou autogamie (Fig. 10.14 E-G) :

(i) Septation d'Ascogonium :

La plasmogamie ou autogamie est suivie d'une cloisonnement de l'ascogone. Chaque segment a une paire de noyaux. Pendant ce temps, des hyphes stériles enchevêtrés se développent autour de l'appareil sexuel et forment un investissement d'hyphes et d'appareils sexuels entrelacés de manière lâche et offrent une protection aux structures qui se développent à l'intérieur (E-F).

(ii) Développement d'hyphes ascogènes (Fig. 10.14 F):

À la suite du stimulus de la plasmogamie ou de l'autogamie, une ou plusieurs excroissances latérales apparaissent à partir de certains des segments binucléés situés au milieu de l'ascogone cloisonné. Chaque excroissance est appelée initiale ascogène.

Il est binucléé. Chaque initiale ascogène se développe en un hyphe ascogène ramifié composé de cellules binucléées. Les branches sont de longueurs différentes. Chez certaines autres espèces de Penicillium, les branches latérales des hyphes ascogènes sont unicellulaires.

(iii) Formation d'Asci :

Selon Emmons (1935), les asques chez de nombreuses espèces se développent directement à partir des cellules binucléées vers les extrémités des branches des hyphes ascogènes. Par conséquent, ils sont disposés en chaînes courtes. Chez P. vermiculatum, presque toutes les cellules des hyphes ascogènes se développent directement en asques sans formation de crosse. Rarement les asques sont formées à partir des crosses.

1. Méthode directe de développement d'Ascus :

Ceci est illustré par P. vermiculatum (Fig. 10.15). Toutes les cellules binucléées des hyphes ascogènes sont capables de se développer directement en cellules mères d'asques. Aucune crosse n'est formée. La cellule binucléée s'agrandit en une structure en forme de sac. C'est la cellule mère de l'asque.

Il est de forme globuleuse ou en forme de poire. Les deux noyaux de la cellule mère de l'asque finissent par fusionner. La cellule contenant le noyau de fusion (synkaryon) est appelée le jeune asque.

2. Méthode indirecte (crozier) de formation de l'asque (Fig. 10.16) :

Dans ce cas, les cellules binucléées terminales des hyphes ascogènes ou leurs branches se recourbent pour former une structure en forme de crochet appelée crosse. Pour plus de détails sur le processus, reportez-vous aux pages précédentes.

La cellule binucléée dans les deux cas s'agrandit pour fonctionner comme la cellule mère de l'asque. C'est la dernière structure de la dicaryophase. Les deux noyaux finissent par fusionner. C'est la caryogamie. La caryogamie équivaut à la fécondation. Avec la caryogamie, la dicaryophase du cycle de vie se termine et la diplophase commence.

L'ascogone cloisonné, la fusion d'hyphes ascogènes ou le noyau diploïde (synkaryon) est le jeune asque. C'est la seule structure diploïde du cycle de vie et représente donc la diplophase transitoire de courte durée.

(iv) Différenciation des ascospores Fig. 10.16 (F-I) :

Le jeune asque grossit. Son noyau diploïde subit trois divisions successives. Les première et deuxième divisions constituent la méiose. Le troisième est mitotique. Les 8 noyaux résultants sont donc haploïdes. Une petite quantité de cytoplasme se rassemble autour de chaque noyau fille.

Les protoplastes uninucléés sécrètent leurs propres parois et sont transformés en ascospores uninucléées. Huit ascospores sont ainsi formées par la méthode de formation de cellules libres dans chaque asque mature qui peut être d'apparence sphérique ou en forme de poire.

(v) Formation d'Ascocarpe (Fig. 10.17) :

Avec la cloisonnement de l'ascogone et le développement des hyphes ascogènes, un grand nombre d'hyphes stériles se développent autour de l'appareil sexuel. Les hyphes stériles enveloppants s'entrelacent pour former une structure creuse en forme de boule, le péridium qui entoure et protège les hyphes ascogènes à mesure qu'ils grandissent et se ramifient à l'intérieur.

C'est l'ascocarpe. Les asques à l'intérieur de l'ascocarpe sont dispersés. L'ascocarpe de Talaromyces a une croissance indéfinie. Il continue d'augmenter en taille même après que les ascospores commencent à mûrir.

Le péridium ou la gaine est plus épais que celui de l'ascocarpe d'Aspergillus et se compose d'hyphes lâchement entrelacés. Toute cette structure est sphérique et n'a pas d'ouverture (A). Un tel fruit ou ascocarpe fermé s'appelle le cleistothecium. Les asques sont portés en chaînes à l'intérieur de l'ascocarpe.

Dans d'autres sp. de Penicillium, le péridium est compact et pseudoparenchymateux. Les asques sont portés individuellement et terminalement sur les branches latérales unicellulaires des hyphes ascogènes qui s'y trouvent.

Le cleistothecium de Penicillium ou Aspergillus représente les trois générations suivantes :

Il est représenté par la gaine ou le péridium constitué d'hyphes lâchement entrelacés.

Il se compose des cellules binucléées de l'ascogone, des hyphes ascogènes et des cellules mères de l'asque. La diplophase transitoire est représentée par le jeune asque contenant un noyau diploïde.

(iii) Future haplophase :

Il est représenté par les ascospores dans les asques.

Décharge d'Ascospores :

A maturité, les parois des asques se dissolvent. Les ascospores libérées, chacune en forme de poulie (vue latérale), flottent dans les fluides nourriciers, formés par la dégénérescence des couches internes du péridium, des parois des asques et des hyphes ascogènes. Les ascospores absorbent la nutrition et mûrissent. Les ascospores matures sont finalement libérées par la décomposition de l'autre paroi du péridium.

Structure des ascospores (Fig. 10.18) :

L'ascospore libérée est une structure haploïde uninucléée. Il est en forme de lentille avec une petite rainure autour du bord et apparaît ainsi comme une roue de poulie en vue latérale (B). La paroi des spores peut être lisse ou sculptée. Il se différencie en deux couches, l'épispore externe et l'endospore interne. L'épispore est généralement épaisse et sculptée. Vue de face, l'ascospore est ronde à en forme d'étoile (A).

Altération des générations chez Penicillium Brefeldianum :

Chez cette espèce, l'appareil sexuel (anthéridies et ascogones) est absent. Les hyphes végétatifs donnent naissance à deux protubérances similaires. Ils sont connus sous le nom de branches de copulation.-Les deux branches de copulation s'enroulent l'une autour de l'autre. Leurs conseils entrent en contact. Au point de contact, les parois entre les pointes se dissolvent. Le contenu de l'un migre dans l'autre pour établir un dicaryon dans la cellule de fusion.

Cette espèce de Penicillium fournit un exemple de reproduction sexuée isogame. Après la migration du contenu, les branches de copulation sont entourées d'hyphes stériles. Ces derniers proviennent des cellules adjacentes des hyphes végétatifs. Ces hyphes stériles forment un nœud hyphe. Ce dernier prend ensuite un caractère plectenchymateux.

Après environ une semaine, la membrane externe du nœud hyphe s'épaissit pour former un revêtement externe dur. La cellule de fusion ou dicaryote, quant à elle, envoie certaines excroissances. Ils ne sont pas septés et sont connus sous le nom d'hyphes ascogènes.

Le dicaryon dans la cellule dicaryote subit une division conjuguée. Une paire de noyaux passe dans chaque hyphe ascogène. Les hyphes ascogènes se divisent en cellules binucléées courtes et cylindriques. Certaines des cellules se développent en bourgeons avec des pointes enroulées en spirale.

De la surface convexe de ces pointes enroulées en spirale apparaissent des branches qui se courbent vers le haut et s'enroulent. De ces branches naissent à nouveau de courtes branches multicellulaires. Chaque cellule de ces dernières branches formées devient sphérique. Il est connu comme un ascus. On ne sait rien des fusions nucléaires dans l'asque. Chaque asque contient huit ascospores.

Les asques contenant des ascospores, les hyphes ascogènes et les hyphes stériles environnants avec leur écorce externe durcie constituent une fructification. Il est fermé et s'appelle le cleistothecium. Les parois des asques dégénèrent et les ascospores sont libérées au centre de la cléistothèce.

Plus tard, l'écorce dure externe du cléistothèce se brise également. En conséquence, les ascospores sont libérées. Chaque ascospore possède une double membrane, l'exospore externe et l'endospore interne.


Cycle de vie de Vaucheria (avec schéma) | Xanthophytes

La reproduction végétative se fait par fragmentation. Le thalle peut se briser en petits fragments en raison de blessures mécaniques ou de piqûres d'insectes, etc. Un septum se développe à l'endroit de la rupture pour sceller la blessure. Le fragment brisé développe une paroi épaisse et se développe plus tard en thalle de Vaucheria.

2. Reproduction asexuée à Vaucheria :

La reproduction asexuée a lieu par formation de zoospores, aplanospores et akinètes

La formation de zoospores est le mode de reproduction le plus courant chez les espèces aquatiques. Chez les espèces terrestres, elle a lieu lorsque les plantes sont inondées. La formation de zoospores a lieu pendant les saisons favorables ou peut être induite si les espèces aquatiques sont transférées de la lumière à l'obscurité ou de l'eau courante à l'eau calme.

Les zoospores sont formées individuellement dans un zoosporange allongé en forme de massue (Fig. 2A, B). Le développement du zoosporange commence par un gonflement en forme de massue à l'extrémité d'une branche latérale. Un grand nombre de noyaux et de chloroplastes ainsi que le cytoplasme y pénètrent. Une région protoplasmique incolore devient visible à la base du cytoplasme et elle est séparée du reste du cytoplasme du thalle.

Chaque protoplaste séparé sécrète une fine membrane et le zoosporange est séparé par une paroi transversale. A l'intérieur du zoosporange, la vacuole diminue, le contenu du sporange devient très dense et s'arrondit. Le changement a lieu dans la position relative des chloroplastes et des noyaux, les noyaux deviennent périphériques et les chloroplastes pénètrent dans la couche interne du cytoplasme.

L'ensemble du protoplasme du zoosporange se contracte pour former une zoospore ovale. En face de chaque noyau, deux flagelles sont produits, faisant de la zoospore une structure multi-flagellée. Une ouverture terminale se développe dans le zoosporange par gélatinisation de la paroi. La zoospore est libérée par l'ouverture le matin (Fig. 2 C, D).

Chaque zoospore est une grande structure ovale vert jaune. Il a une vacuole centrale qui a de la sève cellulaire et peut être traversée par des brins cytoplasmiques. Le protoplasme extérieur à la vacuole a de nombreux noyaux vers les parois et des chromatophores vers les vacuoles. Deux flagelles apparaissent en face de chaque noyau. Cette partie du cytoplasme peut être considérée comme équivalente à une zoospore.

Fritsch (1948) a considéré ce type de zoospore comme une zoospore composée ou une synzoospore car un certain nombre de zoospores biflagellées ne se sont pas séparées les unes des autres.

Selon Greenwood, Manton et Clarke (1957) les flagelles d'une paire sont de type hétérokontique et coup de fouet cervical. Le flagelle le plus court de chaque paire est dirigé vers l'extrémité antérieure de la zoospore. Les bases flagellaires sont unies par paires et sont fermement attachées à l'extrémité des noyaux.

Selon Greenwood (1957), il existe de grandes vacuoles antérieures et de petites dans la région postérieure des zoospores. Les mitochondries sont présentes dans la couche périphérique du cytoplasme. Des corps adipeux et des plastes sont présents dans le cytoplasme. La chlorophylle a également été signalée dans les zoospores.

Les zoospores nagent dans l'eau pendant 5 à 15 minutes et germent sans subir de période de repos significative. Les zoospores s'attachent au substrat, retirent les flagelles et sécrètent des parois minces (Fig. 2 E, F). Les chromatophores se déplacent vers l'extérieur et les noyaux vers l'intérieur comme dans l'état végétatif.

Les deux excroissances en forme de tube se développent dans des directions opposées. L'une des deux excroissances s'allonge, se ramifie pour former un crampon lobé incolore et l'autre excroissance forme un filament cénocytaire tubulaire jaune-vert (Fig. 2 G, H).

Les aplanospores sont couramment observées chez les espèces. V. geminata, V. uncinata et chez les espèces marines V. pitoboloides. Les aplanospores sont généralement formées par des espèces terrestres.

Les espèces aquatiques forment des aplanspores dans des conditions défavorables de sécheresse. Les aplanospores sont des spores asexuées non mobiles formées dans des structures spéciales appelées aplanosporanges (Fig. 3 A-C). Les aplanospores sont produites individuellement dans des cellules à l'extrémité terminale de la courte branche latérale ou terminale.

Le protoplasme de l'aplanosporange se métamorphose en un seul aplanospore multinucléé à paroi mince. Chez V. germinata, les aplanospores sont ovales et sont libérées du pore apical formé par gélatinisation.

Chez V. uncinata, les aplanospores sont sphériques et sont libérées par rupture de la paroi du sporange. La formation et la structure des aplanospores et des zoospores sont similaires, sauf que les zoospores sont dépourvues de flagelles. Les aplanospores peu après la libération germent en de nouveaux thalles (Fig. 3D).

Les akinètes sont des structures à parois épaisses formées dans des conditions défavorables comme la sécheresse et les basses températures. Les akinètes ont été fréquemment observées chez V. geminata, V. megaspora et V. uncinata.

Les akinètes sont formées sur la partie terminale des branches latérales où le protoplasme migre vers les pointes suivies de la formation de parois transversales (Fig. 4). Ces segments multinucléés à paroi épaisse sont appelés akinètes ou hypnospores.

Les akinètes par divisions successives peuvent former de nombreux corps à parois minces appelés kystes. Lorsque de nombreux akinètes restent attachés au thalle parent, le thalle donne l'apparence d'une autre algue Gongrosira.

Par conséquent, cette étape de Vaucheria est appelée étape Gongrosira. Dans des conditions favorables, les akinètes et les kystes se développent en de nouveaux thalles. Randhawa (1939) a signalé que chez V. uncinata, les parties immergées du thalle développent des organes sexuels tandis que les parties exposées du thalle forment des akinètes en forme de brique.

(iii) Reproduction Sexuelle à Vaucheria:

Chez Vaucheria, la reproduction sexuée est de type oogame avancé. Les organes sexuels mâles et femelles sont respectivement les anthéridies et les oogones.

La majorité des espèces d'eau douce sont monoïques ou homothalliques tandis que certaines espèces comme V dichotoma, V. litorea et V. mayyanadensis sont dioïques ou hétérothalliques. Il existe différents types d'arrangement des anthéridies et des oogones chez les espèces homothalliques. La position, la structure et la forme des anthéridies ont une importance taxonomique chez Vaucheria.

Les modèles courants d'arrangement des organes sexuels sont les suivants:

(a) Les anthéridies et les oogones se développent à intervalles rapprochés sur le filament (Fig. 5 A-C).

(b) Les anthéridies et les oogones sont portées sur des branches latérales spéciales avec une anthéridie terminale et un certain nombre d'oogones latérales (Fig. 5D).

Chez V. hamata, les branches reproductrices portent une anthéridie terminale médiane et deux oogones, une de chaque côté de l'anthéridie.

Chez V. geminata et V. terrestris, les organes sexuels sont produits aux extrémités des branches latérales avec une anthéridie terminale et un groupe d'oogones (Fig. 5D). Les organes sexuels sont unilatéraux lorsqu'ils sont disposés d'un côté du filament ou bilatéraux lorsqu'ils sont des deux côtés du filament.

(c) Les anthéridies et les oogones sont portées par des branches adjacentes (Fig. 5E).

Structure et développement de l'anthéridium :

Les anthéridies matures peuvent être cylindriques, tubulaires, droites ou fortement incurvées. L'anthéridium est séparé du filament principal par un septum. Les anthéridies peuvent être sessiles (sans tige) provenant directement de la branche principale, par exemple V. civersa. Les anthéridies peuvent être placées haut sur la branche les anthéridies sont situées sur l'androphore V. synandra.

La jeune anthéridie est généralement de couleur verte. Il contient du cytoplasme, des noyaux et des chloroplastes. Les anthéridies matures sont jaunes et contiennent de nombreux anthérozoïdes fusiformes. Les anthérozoïdes sont libérés à travers un pore terminal, par exemple V. aversa ou à travers de nombreux pores, par exemple V. debaryana

Chez les espèces monoïques, l'anthéridie se présente sous la forme d'un petit renflement ou d'une excroissance latérale avec ou avant le développement de l'oogone (Fig. 6A). De nombreux noyaux ainsi que le cytoplasme y pénètrent et il se coupe de la partie inférieure formant un septum.

L'anthéridie se développe et devient de haute structure incurvée, sa partie supérieure est l'anthéridie principale et la partie inférieure est la tige. Les noyaux de l'anthéridium sont entourés de cytoplasme et se développent en anthérozoïdes biflagellés de couleur jaune. Les anthérozoïdes sont libérés de l'extrémité de l'anthéridium par le pore apical peu avant le lever du jour (Fig. 6D-1).

Structure et développement de l'oogone:

Le développement de l'oogone commence par l'accumulation d'une masse multinucléée incolore de cytoplasme près de la base de la branche anthéridienne. Ce cytoplasme accumulé a été qualifié de “wanderplasm”. Le vagabondage pénètre dans l'excroissance ou le renflement du filament principal. Cette excroissance est appelée initiale oogoniale.

Une grande quantité de cytoplasme et de noyaux pénètre dans l'oogone, ce qui en fait une grande structure globulaire appelée oogone (Fig. 6 B-E). À mesure que l'oogone mûrit, il se sépare de la branche principale par le développement d'un septum à sa base. L'oogone mature est de structure uninucléée. Le noyau de l'oogone avec protoplasme se développe en un seul œuf.

Il existe trois hypothèses concernant le sort des noyaux supplémentaires d'oogone de Vaucheria :

(a) Selon Oltmanns (1895) accepte un seul noyau qui forme un noyau femelle, tous les autres noyaux migrent de nouveau dans le filament. Cela a été soutenu par Heidinger (1908) et Couch (1932).

(b) Selon Davis (1904), le noyau unique forme l'œuf et tous les autres noyaux dégénèrent.

(c) Selon Brehens (1890), tous les noyaux fusionnent pour former un seul noyau.

Les oogones matures sont de forme globuleuse, obovoïde, hémisphérique ou piriforme. L'oogone peut être de structure sessile ou pédonculée. Le protoplaste de l'oogone est séparé du filament principal par la formation du septum.

L'ensemble du protoplasme à noyau unique forme une masse sphérique centrale appelée oosphère ou ovule. Dans l'oogone mature, un bec vertical ou oblique distinct se développe dans la partie apicale. À l'opposé du bec se développe une tache réceptive incolore. Un pore se développe juste en face de la tache réceptive (Fig. 6 F).

L'oogone sécrète une goutte gélatineuse à travers un pore près du bec. Un grand nombre d'anthérozoïdes libérés collent à la goutte. De nombreux anthérozoïdes poussent dans l'oogone. Les anthérozoïdes frappent violemment, reculent et poussent à nouveau en avant et reculent. Un seul anthérozoïde pénètre dans l'oogone.

Après son entrée, la membrane se développe au niveau du pore pour arrêter l'entrée ultérieure des anthérozoïdes. Le noyau mâle augmente de taille et fusionne avec le noyau de l'œuf pour former un zygote diploïde. Le zygote sécrète une paroi épaisse de 3 à 7 couches et est maintenant appelé oospore (Fig. 6 G-I). Les chromatophores dégénèrent et se trouvent au centre de la cellule.

Germination de l'oospore :

L'oospore subit une période de repos avant la germination. Pendant la saison favorable, la paroi de l'oogone se désagrège et l'oospore est libérée. L'oospore germe directement en de nouveaux filaments.

Bien que le stade exact auquel la division de réduction a lieu chez Vaucheria ne soit pas clair, on pense que la division de réduction se produit dans la première division nucléaire dans l'oospore en germination (Fig. 7 A-D). L'oospore germe pour former le thalle haploïde de Vaucheria.

Selon Williams, Hanatsche et Gross, le cycle de vie de Vaucheria est haplontique, l'oospore étant la seule structure diploïde du cycle de vie (Figs. 8, 9). Le thalle de Vaucheria est haploïde. C'est une structure aseptée, ramifiée, tubulaire et cénocytaire.

La reproduction végétative se fait par fragmentation. La reproduction asexuée a lieu par zoospore chez les espèces aquatiques et par aplanospores chez les espèces terrestres.

La zoospore est une grande structure multi flagellée et est censée être composée :

Zoospore ou Synzoospore :

La reproduction sexuée est de type oogoineux avancé, les organes sexuels mâles et femelles sont des anthéridies et des oogones. La plupart des espèces sont homothalliques, certaines hétérothalliques. Après la fécondation, un zygote diploïde se forme qui se transforme en oospore et subit une période de rés. La division de réduction a lieu dans l'oospore pendant la germination et un thalle haploïde se forme (Fig. 8, 9).



Commentaires:

  1. Clay

    Je félicite, l'excellente réponse.

  2. Delane

    Vous n'êtes pas correcte. Je suis sûr. Nous en discuterons.

  3. Bearcban

    Neshtyak!)) 5+

  4. Tojar

    C'est remarquable, c'est une pièce plutôt précieuse

  5. Turan

    ainsi que tous, et les variantes?

  6. Ball

    Je suis désolé, que je vous interrompre, mais, à mon avis, ce thème n'est pas si réel.

  7. Tasi

    Vous avez frappé la marque. Il me semble que c'est une excellente pensée. Je suis d'accord avec toi.



Écrire un message